Potencial antimicrobiano y composición química del aceite de Eucalyptus globulus en fases líquida y vapor en contra de microorganismos de deterioro alimentario. Alejandro Martínez Monreal P190558
Introducción El eucalipto es un árbol perenne, nativo de Australia, que incluye alrededor de 900 especies y subespecies (Brooker y Klenig). Los extractos de eucalipto presentan actividad antibacteriana y antifúngica, (Takahashi, Kokubo, y Sakaino, 2004). Los aceites en fase líquida son eficaces contra patógenos de origen alimentario y microorganismos causantes de deterioro en grandes concentraciones. El aceite esencial en fase de vapor puede ser muy eficaz contra los patógenos transmitidos por los alimentos y bacterias de descomposición en concentraciones relativamente más bajas que la fase líquida.
Materiales y métodos
Productos químicos y cepas: Aceites esenciales (Natural Aromatics Private Limited, Nueva Delhi, India). El medio de crecimiento (Himedia, India y Qualigens, India). Cepas de bacterias (Escherichia coli ADH5, Escherichia coli ATCC 25922, Pseudomonas aeruginosa, Pseudomonas fluorescens, Bacillus subtilis y Staphylococcus aureus). Cepas de hongos (Penicillium digitatum, Aspergillus flavus, Aspergillus niger, Mucor spp., Rhizopus nigricans y Fusarium oxysporum). Levaduras (Candida albicans y Sacchromyces cerevisiae). Fueron obtenidas de la instalación central de cultivos microbianos, Departamento de Biotecnología y de Ingeniería Bioquímica, Instituto de Tecnología de Delhi.
Preparación del inóculo: Las cepas de bacterias y hongos usados en este estudio se hicieron crecer en caldo de Mueller Hinton (MHB) y medio de cultivo de papa dextrosa (PDB).
Pruebas antimicrobianos Determinación de la concentración mínima inhibitoria (CMI) por el método de dilución en agar: El CMI de aceites esenciales se determinó mediante el ensayo de dilución en agar. Se modificaron con varias concentraciones de aceite esencial E. globulus (es decir, 0.27-36 mg/ml). Los valores de CMI se determinaron como la concentración más baja del aceite que previene el crecimiento visible de microorganismos. Hongos y levaduras Agar Papa Dextrosa (PDB) Bacterias Mueller Hinton (MHB)
Determinación de la concentración mínima bactericida (CMB) y la concentración mínima fungicida (CMF) utilizando el método de dilución en caldo El CMB y CMF de aceites esenciales se determinaron mediante un ensayo de dilución de caldo (NCCLS M27-A, método de referencia recomendado para las pruebas de sensibilidad a los antimicrobianos). Un intervalo de concentraciones de aceites esenciales (0,27-36 mg/mL) se prepararon para las bacterias y hongos. Cada matraz se inoculó con 106 ufc/mL de las cepas de prueba. Los matraces que contienen sólo Tween-80 pero sin aceite esencial se utilizaron como control. CMB/CMF se definieron como la concentración más baja a la que no se observó ningún crecimiento.
Método de difusión en pozos Pozos de 8 mm de diámetro se tomaron del agar y se le añadieron dosis de 10, 20, 30 y 40 µL de aceite esencial. Aceite de E. Globulus en 0.5% de Dimetil sulfóxido Cada cepa diluida en agua bidestilada a 106 ufc/mL 100 µL de cada cepa en las placas y se dejó secar Incubación durante 24 h a 30 ºC. Todas las placas se examinaron para detectar cualquier zona de inhibición del crecimiento, y se midieron los diámetros de las mismas. Todas las pruebas se realizaron por duplicado.
Método de volatilización de discos Se utilizó el siguiente método: Una porción de 100 µL de cada suspensión que contiene 106 ufc/mL se extendió sobre la superficie de la placa de MHA/PDA y se dejó secar. En un disco de papel (diámetro 6 mm, Sigma-Aldrich Inc., India) se colocaron cantidades variables de aceite esencial en la superficie interior de la tapa superior. Se varió el volumen de aceite esencial colocado en los discos de papel, es decir, 10, 20, 40 o 60 µl. Todas las pruebas se realizaron por duplicado. La placa inoculada con microorganismos se invirtió inmediatamente en la parte superior de la tapa y se sella con parafilm® para evitar la fuga de vapor. Las placas se incubaron a 30 ºC durante 24 h y se midió el diámetro de la zona de inhibición resultante en la alfombra bacteriana/fúngica.
Determinación del tiempo de muerte Estos experimentos se llevaron a cabo para los microorganismos seleccionados (E. coli, Pseudomonas fluorescens, Pseudomonas aeruginosa, B. subtilis y C. albicans) en una cámara compacta compuesta de material acrílico. Después de un período de tiempo determinado (0,5, 1, 2, 4, 8 y 12 h), las placas se separaron, cerraron, y se incubaron a 30 ºC durante 18-20 h. Todas las placas se utilizaron por duplicado.
Identificación de compuestos químicos La identificación de los picos se realizó por comparación de los espectros de masas con los espectros de masas disponibles en la base de datos de las bibliotecas NIST05 y WILEY8. La identificación de compuestos fue finalmente confirmado por comparación de sus índices de retención relativos con valores de la bibliografía (Davies, 1990).
Resultados y discusión
Actividad antimicrobiana CMI y CMB/CMF de aceite de E. globulus La CMI del aceite esencial del E. globulus se determinó contra diversas bacterias Gram negativas (E. coli ADH5, E. coli ATCC 25922, P. aeruginosa 106 ufc/ml, P. fluorescens) y Gram positivos (B. subtilis y S. aureus ), fúngicas (cepas de P. digitatum, A. flavus, A. niger, Mucor spp., R. nigricans y F. oxysporum) y levaduras (C. albicans y S. cerevisiae). Estos valores de CMI y CMB/CMF se muestran en la Tabla 1. Los aceites mostraron una inhibición de crecimiento dependiente de su concentración.
Pruebas de tiempo de muerte Las concentraciones a las que vapores de aceite de E. globulus mostraron efectos antimicrobianos significativos indican que puede haber posibilidades para el uso de E. globulus como aditivo a los productos alimenticios. Es necesario calcular el tiempo de exposición adecuado para lograr una desinfección completa o estabilización microbiana de los alimentos. Por lo tanto, se llevaron a cabo más experimentos para validar la eficacia de vapores de aceite de E. globulus en términos de tiempo de interrupción para E. coli, P. aeruginosa, P. fluorescens, B. subtilis y C. albicans mediante la exposición de las placas inoculadas a vapor de aceite de E. globulus en una cámara hermética durante 12 h. Los resultados de este estudio se muestran en la Fig. 1.
Fig 1. Pruebas de tiempo de muerte para el aceite esencial de E Fig 1. Pruebas de tiempo de muerte para el aceite esencial de E. globulus en fase vapor contra E. coli ATCC 25922, P. aeruginosa, P, flourescens, B. subtilis y C. albicans. Los puntos de datos representan la media de los resultados publicados y la barra de error representa el rango de los resultados.
Composición química del aceite y vapor de aceite del E. globulus.
Conclusiones Los resultados de este trabajo han demostrado que el aceite esencial de E. globulus muestra potencial antimicrobiano contra una gama de microorganismos que deterioran los alimentos. La fase de vapor fue más eficaz en la inhibición de crecimiento microbiano y causó inhibición completa de hongos y cepas de levaduras. Un mayor porcentaje de hidrocarburos monoterpenos (54,7%) presentes en los vapores en comparación con el aceite (44,5%) podrían ser responsables de la mayor actividad antimicrobiana. Se requiere un estudio adicional in vivo para confirmar la actividad antimicrobiana de E. globulus en la fase de vapor, que puede ser usado para la preservación y/o la extensión de la vida útil de los alimentos crudos y procesados.
Referencias Akin-Osanaiye, B. C., Agbaji, A. S., & Dakare, M. A. (2007). Antimicrobial activity of oils and extracts of Cymbopogon citrates, Eucalyptus citriodora and Eucalyptus camaldulensis. International Journal of Medical Science, 7(4), 694–697. Amakura, Y., Uminoa, Y., Tsujia, S., Itob, H., Hatanob, T., Yoshidab, T., et al. (2002). Constituents and their antioxidative effects in eucalyptus leaf extract used as a natural food additive. Food Chemistry, 77, 47–56. Bakkali, F., Averbeck, S., Averbeck, D., & Idaomar, M. (2008). Biological effects of essential oils – A review. Food and Chemical Toxicology, 46, 446–475. Batista-Pereira, L. G., Fernandes, J. B., Corrêa, A. G., Da Silva, M. F. G. F., & Vieira, P. C. (2006). Electrophysiological responses of eucalyptus brown looper Thyrinteina arnobia to essential oils of seven Eucalyptus species. Journal of Brazilian Chemical Society, 17, 555–561. Brooker, M. I. H., & Kleinig, D. A. (2004). Field guide to Eucalypts (2nd ed.). Northern Australia (Vol. 3). Melbourne: Bloomings Books. Bruneton, J. (1995). In: Pharmacognosy, phytochemistry of medicinal plants. Paris: Lavoisier Publishing. Burt, S. (2004). Essential oils: Their antibacterial properties and potential applications in foods – A review. International Journal of Food Microbiology, 94, 223–253. Cimanga, K., Kambu, K., Tona, L., Apers, S., De Bruyne, T., Hermans, N., et al. (2002). Correlation between chemical composition and antibacterial activity of essential oils of some aromatic medicinal plants growing in the Democratic Republic of Congo. Journal of Ethnopharmacology, 79, 213–220.
Davies, N. W. (1990). Gas chromatographic retention indices of monoterpenes and sesquiterpenes on methyl silicone and Carbowax 20M phases. Journal of Chromatography. A, 503, 1–24. Delaquis, P. J., Stanich, K., Girard, B., & Mazza, G. (2002). Antimicrobial activity of individual and mixed fractions of dill, cilantro, coriander and eucaliptus essential oils. International Journal of Food Microbiology, 74, 101–109. Ghalem, B. R., & Mohamed, B. (2008). Antibacterial activity of leaf essential oils of Eucalyptus globulus and Eucalyptus camaldulensis. African Journal of Pharmacy and Pharmacology, 2, 211–215. Ghisalberti, E. L. (1996). Bioactive acylphloroglucinol derivatives from Eucalyptus species. Phytochemistry, 41, 7–22. Gilles, M., Zhao, J., An, M., & Agboola, S. (2010). Chemical composition and antimicrobial properties of essential oils of three Australian Eucalyptus species. Food Chemistry, 119, 731–737. Hulin, V., Mathot, A. G., Mafart, P., & Dufosse, L. (1998). Antimicrobial properties of essential oils and flavour compounds. Sciences Des Aliments, 18, 563–582. Inouye, S., Takizawa, T., & Yamaguchi, H. (2001). Antibacterial activity of essential oils and their major constituents against respiratory tract pathogens by gaseous contact. Journal of Antimicrobial Chemotherapy, 47, 565–573. Leung, A. Y., & Foster, S. (1996). Encyclopedia of common natural ingredients used in food, drugs and cosmetics (second ed.).
John Wiley and Sons. Nazer, A. I. , Kobilinsky, A. , Tholozan, J. L John Wiley and Sons. Nazer, A. I., Kobilinsky, A., Tholozan, J. L., & Dubois-Brissonnet, F. (2005). Combinations of food antimicrobials at low levels to inhibit the growth of Salmonella sv. typhimurium: A synergistic effect. Food Microbiology, 22, 391–398. Oussalah, M., Caillet, S. & Lacroix, M. (2006). Mechanism of action of Spanish oregano, Chinese cinnamon, and savory essential oils against cell membranes and walls of Escherichia coli O157:H7 and Listeria monocytogenes. Journal of food protection, 69,1046–1055. Pibiri, M.C. (2006). Assainissement microbiologique de l’air et des systèmes de ventilation au moyen d’huiles essentielles PhD thesis, Federal Polytechnic Institute, Lausanne, Switzerland. Pitarokili, D., Tzakou, O., Loukis, A., & Harvala, C. (2003). Volatile metabolites from Salvia fruticosa as antifungal agents in soilborne pathogens. Journal of Agricultural and Food Chemistry, 51, 3294–3301. Ramezani, H., Singh, H. P., Batish, D. R. A., & Kohli, R. K. (2002). Antifungal activity of the volatile oil of Eucalyptus citriodora. Fitoterapia, 73, 261–262. Sartorelli, P., Marquioreto, A. D., Amaral-Baroli, A., Lima, M. E., & Moreno, P. R. (2007). Chemical composition and antimicrobial activity of the essential oils from two species of Eucalyptus. Phytotherapy Research, 21, 231–233. Shieh, J. C. (1996). Yields and chemical components of essential oils in Eucalyptus camaldulensis leaves. Taiwan Journal of Forest and Science, 11, 149–157. Silva, J., Abebe, W., Sousa, S. M., Duarte, V. G., Machado, M. I. L., & Matos, F. J. A. (2003). Analgesic and anti-inflammatory effects of essential oils of Eucalyptus. Bioresource Technology, 89, 277–283. Singh, A. K., Brophy, J. J., & Gupta, K. C. (1988). The essential oil of Eucalyptus urophylla: A rich source of p-cymene. Indian Perfumer, 32, 201–204.
Somda, I. , Leth, V. , & Sereme, P. (2007) Somda, I., Leth, V., & Sereme, P. (2007). Antifungal effect of Cymbopogon citratus, Eucalyptus camaldulensis and Azadirachta indica oil extracts on Sorghum feedborne fungi. Asian Journal of Plant Science, 6, 1182–1189. Sonboli, A., Babakhani, B., & Mehrabian, A. R. (2006). Antimicrobial activity of six constituents of essential oil from Salvia. Zeitschrift für Naturforschung C, 61, 160–164. Su, Y. C., Ho, C. L., Wang, E. I., & Chang, S. T. (2006). Antifungal activities and chemical compositions of essential oils from leaves of four eucalyptus. Taiwan Journal of Forest and Science, 21, 49–61. Takahashi, T., Kokubo, R., & Sakaino, M. (2004). Antimicrobial activities of Eucalyptus leaf extracts and flavonoids from Eucalyptus maculate. Letters in Applied Microbiology, 39, 60–64. Trivedi, N. A., & Hotchandani, S. C. (2004). A study of the antimicrobial activity of oil of Eucalyptus. Indian Journal of Pharmacology, 36, 93–94. Tsiri, D., Kretsi, O., Chinou, I. B., & Spyropoulos, C. G. (2003). Composition of fruit volatiles and annual changes in the volatiles of leaves of Eucalyptus camaldulensis Dehn growing in Greece. Flavour and Fragrance Journal, 18, 244–247. Tyagi, A., & Malik, A. (2010). In situ SEM, TEM and AFM studies of the antimicrobial activity of lemon grass oil in liquid and vapour phase against Candida albicans. Micron, 41, 797–805. Vilela, G. R., Almeida, G. S., D’Arce, M. A. B. R., Moraes, M. H. D., Brito, J. O., Silva, M. F. G. F., et al. (2009). Activity of essential oil and its major compound, 1,8-cineole from Eucalyptus globulus Labill., against the storage fungi Aspergillus flavus link and Aspergillus parasiticus Speare. Journal of Stored Products Research, 45,108–111. Wilkinson, J. M., & Cavanagh, H. M. (2005). Antibacterial activity of essential oils from Australian native plants. Phytotherapy Research, 19, 643–646.