Capítulo 2 Bases químicas de la vida 2.1 Enlaces covalentes

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1 Capítulo 2 Bases químicas de la vida 2.1 Enlaces covalentes
2.2 Enlaces no covalentes 2.3 Ácidos, bases y amortiguadores 2.4 Naturaleza de las moléculas biológicas 2.5 Cuatro tipos de moléculas biológicas 2.6 Formación de estructuras macromoleculares complejas PERSPECTIVA HUMANA: Radicales libres como causa de envejecimiento El plegamiento anormal de proteínas puede tener consecuencias letales VÍAS EXPERIMENTALES: Chaperonas: moléculas que ayudan a las proteínas a plegarse de manera apropiada

2 Figura 2.1 Representación de la disposición de electrones en un número de átomos comunes. Los electrones se encuentran alrededor del núcleo del átomo en “nubes” u orbitales, definidos de manera general por sus límites, que pueden tener una forma esférica o de mancuerna. Cada orbital contiene un máximo de dos electrones, razón por la cual los electrones (puntos oscuros en la figura) se agrupan en pares. La capa más interna contiene un solo orbital (por lo tanto, dos electrones), la segunda tiene cuatro (ocho electrones) y la tercera tiene el mismo número, etc. La cantidad de electrones de la capa externa determina las propiedades químicas de un elemento. Los átomos con un número parecido de electrones en la capa externa tienen propiedades similares. Por ejemplo, el litio (Li) y el sodio (Na) poseen un electrón en la capa externa y ambos son metales muy reactivos. El carbono (C) y el silicio (Si) pueden unirse a cuatro átomos diferentes. Sin embargo, por su tamaño, un átomo de carbono puede unirse a otros átomos de carbono y crear moléculas orgánicas de cadena larga, mientras que el silicio es incapaz de formar estructuras comparables. El neón (Ne) y el argón (Ar) tienen completa su capa externa, lo que los hace apenas reactivos; se conocen como gases inertes.

3 Figura 2. 2 Disolución de un cristal de sal
Figura 2.2 Disolución de un cristal de sal. Cuando se colocan en agua, los iones Na+ y Cl_ de un cristal de sal quedan rodeados por moléculas de agua, lo que rompe los enlaces entre ambos iones. Conforme la sal se disuelve, los átomos de oxígeno con carga negativa de las moléculas de agua se relacionan con los iones de sodio que tienen carga positiva; los átomos de hidrógeno positivos del agua se relacionan con los iones cloro, de carga negativa.

4 Figura 2.3 Los enlaces iónicos no covalentes tienen una función importante para mantener a la molécula proteínica de la derecha (átomos amarillos) junto a la molécula de DNA a la izquierda. Se forman enlaces iónicos entre los átomos de nitrógeno con carga positiva en la proteína y los átomos de oxígeno electronegativos del DNA. La molécula misma de ácido nucleico consiste en dos cadenas separadas que se mantienen unidas por enlaces de hidrógeno no covalentes. Aunque un solo enlace no covalente es relativamente débil y fácil de romper, una gran cantidad de estos enlaces entre dos moléculas, como los que hay entre dos cadenas de DNA, hacen que el complejo sea bastante estable. (La imagen superior fue proporcionada por Stephen Harrison.)

5 Figura 2.4 Enlaces de hidrógeno formados entre un átomo electronegativo, como el nitrógeno o el oxígeno (que tienen carga negativa parcial), y un átomo de hidrógeno, que tiene una carga positiva parcial. Los enlaces de hidrógeno (de unos 0.18 nm) casi siempre miden dos veces más que los enlaces covalentes, que son mucho más fuertes.

6 Figura 2.5 En una interacción hidrófoba, las moléculas no polares (sin afinidad por el agua) se reúnen en agregados, lo que disminuye su exposición a las moléculas de agua circundantes.

7 Figura 2. 6 Fuerzas de van der Waals
Figura 2.6 Fuerzas de van der Waals. (a) Conforme dos átomos se aproximan uno al otro, experimentan una fuerza de atracción débil que aumenta hasta una distancia específica, casi siempre de unos 4 Å. Si los átomos se aproximan más, sus nubes de electrones se repelen, separándolos. (b) Aunque las fuerzas de van der Waals individuales son muy débiles, puede formarse una gran cantidad de estas atracciones si dos macromoléculas tienen superficies complementarias, como se indica en este esquema (la figura 2.40 presenta un ejemplo).

8 Figura 2.7 Formación de enlaces de hidrógeno entre moléculas de agua vecinas. Cada átomo de hidrógeno de la molécula tiene casi cuatro décimos de una carga positiva completa y un solo átomo de oxígeno tiene ocho décimos de una carga negativa completa.

9 Figura 2. 8 Importancia del agua en la estructura de las proteínas
Figura 2.8 Importancia del agua en la estructura de las proteínas. En esta imagen se muestran las moléculas de agua (cada una con un solo átomo de oxígeno rojo y dos grises más pequeños de hidrógeno) en sus sitios ordenados entre las dos subunidades de una molécula de hemoglobina de almeja. (Tomada de Martin Chaplin, Nature Revs. Mol. Cell Biol. 7:864, 2006, © 2006, Macmillan Publishers Limited.)

10 Figura 2.9 Colesterol. Su estructura ilustra la forma en que los átomos de carbono (representados por círculos negros) son capaces de crear enlaces covalentes hasta con otros cuatro átomos de carbono. Como resultado, los átomos de carbono pueden unirse para formar los esqueletos de una variedad ilimitada de moléculas orgánicas. La columna central de la molécula de colesterol es una estructura de cuatro anillos, la cual es característica de los esteroides (p. ej., estrógenos, testosterona y cortisol). La molécula de colesterol mostrada se trazó con un modelo de esferas y varillas, otra manera de mostrar la estructura molecular.

11 Figura 2. 10 Monómeros y polímeros; polimerización e hidrólisis
Figura 2.10 Monómeros y polímeros; polimerización e hidrólisis. (a) Los polisacáridos, las proteínas y los ácidos nucleicos constan de monómeros (subunidades) unidas por enlaces covalentes. Los monómeros libres no sólo reaccionan uno con el otro para convertirse en macromoléculas, sino que cada unidad se activa primero por la unión con una molécula portadora, la cual después transfiere el monómero al extremo de la macromolécula en crecimiento. (b) Una de estas estructuras se desarma por la hidrólisis de los enlaces que unen a los monómeros. La hidrólisis es la división de un enlace por el efecto del agua. Todas estas reacciones están catalizadas por enzimas específicas.

12 Figura 2.11 Visión general de los tipos de moléculas biológicas que conforman varias estructuras celulares.

13 Figura 2. 12 Estructura de los azúcares
Figura 2.12 Estructura de los azúcares. (a) Fórmula lineal de la fructosa, una cetohexosa (ceto indica que el carbonilo [amarillo] se localiza dentro, y hexosa, que contiene seis carbonos). (b) Fórmula lineal de la glucosa, una aldohexosa (aldo significa que el carbonilo está en el extremo de la molécula). (c) Reacción espontánea en la cual la glucosa cambia de una cadena abierta a un anillo cerrado (un anillo de piranosa). (d) La glucosa se representa casi siempre en la forma de un anillo plano (planar) perpendicular a la página, con la línea gruesa situada cerca del lector, y los grupos H y OH proyectados arriba o debajo del anillo. Las bases para asignarle su nombre la d-glucosa _ se explican en la sección siguiente. (e) La configuración en silla de la glucosa representa su estructura tridimensional con más exactitud que el anillo plano de la parte d. (f) Modelo de esferas y varillas de la conformación en silla de la glucosa.

14 Figura 2. 13 Estereoisomerismo del gliceraldehído
Figura 2.13 Estereoisomerismo del gliceraldehído. (a) Los cuatro grupos unidos a un átomo de carbono (marcados a, b, c y d) ocupan las cuatro esquinas de un tetraedro con el átomo de carbono en el centro. (b) El gliceraldehído es la única aldosa con tres carbonos; su segundo átomo de carbono está unido a cuatro grupos diferentes (—H, —OH, —CHO y —CH2OH). Como resultado, hay dos configuraciones posibles para el gliceraldehído que no pueden superponerse, sino que son imágenes en espejo una de la otra, como se indica. Estos dos estereoisómeros (o enantiómeros) pueden distinguirse por la configuración de los cuatro grupos alrededor del átomo de carbono asimétrico (o quiral). Las soluciones de estos dos isómeros rotan la luz polarizada en plano en direcciones contrarias, por lo que se dice que tienen actividad óptica. (c) Fórmulas lineales del gliceraldehído. Por convención, el d-isómero se presenta con el grupo OH a la derecha.

15 Figura 2.14 Aldotetrosas. Como tienen dos átomos de carbono asimétricos, las aldotetrosas pueden existir en cuatro configuraciones.

16 Figura 2.15 Formación de piranosas α y β Cuando una molécula de glucosa experimenta una reacción espontánea para formar un anillo de piranosa (p. ej., un anillo de seis elementos), se generan dos estereoisómeros. Los dos isómeros están en equilibrio entre sí mediante la forma en cadena abierta de la molécula. Por convención, la molécula es una piranosa α cuando el grupo OH del primer carbono se proyecta por debajo del plano del anillo, y una piranosa β si el grupo hidroxilo se dirige hacia arriba.

17 Figura 2.16 Disacáridos. La sacarosa y la lactosa son dos de los disacáridos más frecuentes. La primera se compone de glucosa y fructosa unidas por un enlace α(1 → 2), mientras que la lactosa se forma con glucosa y galactosa unidas por un enlace β (1 → 4).

18 Figura 2.17 Tres polisacáridos con monómeros de azúcar idénticos pero con propiedades muy diferentes. El glucógeno (a), el almidón (b) y la celulosa (c) están compuestos sólo por subunidades de glucosa, pero sus propiedades químicas y físicas son muy diferentes por las maneras distintas en que se unen los monómeros (los tres tipos diferentes de uniones se indican con números en un círculo). Las moléculas de glucógeno son las más ramificadas, las de almidón adquieren una configuración helicoidal y las de celulosa son muy largas y sin derivaciones. Mientras que el glucógeno y el almidón almacenan energía, las moléculas de celulosa se agrupan en fibras resistentes adecuadas para su función estructural. Las micrografías electrónicas coloreadas muestran los gránulos de glucógeno en una célula de hígado, granos de almidón (amiloplastos) en una semilla vegetal y las fibras de celulosa en una pared celular vegetal; cada una se indica con una flecha. (Fotografías en recuadros: [arriba] Don Fawcett/Photo Researchers, Inc.; [centro] Jeremy Burgess/Photo Researchers, Inc.; [abajo] Biophoto Associates/Photo Researchers, Inc.)

19 Figura 2.18 La quitina es el componente principal del exoesqueleto brillante de este saltamontes. (Anthony Bannister/Gallo Images/© Corbis.)

20 Figura 2. 19 Grasas y ácidos grasos
Figura 2.19 Grasas y ácidos grasos. (a) Estructura básica de un triacilglicerol (también llamado triglicérido o grasa neutra). La fracción de glicerol, indicada en color naranja, está unida por tres enlaces éster a los grupos carboxilo de tres ácidos grasos cuyas colas se muestran en verde. (b) Ácido esteárico, un ácido graso saturado de 18 carbonos, frecuente en las grasas animales. (c) Modelo tridimensional de un triestearato, un triacilglicerol que contiene tres cadenas idénticas de ácido esteárico. (d) Modelo tridimensional del aceite de linaza, un triacilglicerol derivado de semillas de lino que tiene tres ácidos grasos insaturados (ácidos linoleico, oleico y linolénico). Los sitios de instauración, que producen ángulos en la molécula, se indican por las barras de color amarillo y naranja.

21 Figura 2. 20 Los jabones están formados por ácidos grasos
Figura 2.20 Los jabones están formados por ácidos grasos. En este esquema de una micela de jabón, las colas no polares de los ácidos grasos se dirigen al interior, donde interactúan con la materia grasa a disolver. Las cabezas de carga negativa relativa se sitúan en la superficie de la micela, donde interactúan con el agua circundante. Las proteínas de la membrana, que tienden a ser insolubles en agua, también pueden solubilizarse de esta manera mediante su extracción con detergentes.

22 Figura 2. 21 Estructura de los esteroides
Figura 2.21 Estructura de los esteroides. Todos los esteroides comparten el esqueleto básico de cuatro anillos. Las variaciones aparentemente menores que existen entre las estructuras químicas del colesterol, la testosterona y los estrógenos, generan profundas diferencias biológicas.

23 Figura 2. 22 Fosfatidilcolina, un fosfolípido
Figura 2.22 Fosfatidilcolina, un fosfolípido. La molécula consiste en una columna central de glicerol cuyos grupos hidroxilo están unidos mediante enlaces covalentes con dos ácidos grasos y un grupo fosfato. A su vez el fosfato de carga negativa también está unido a un pequeño grupo colina de carga positiva. El extremo de la molécu la que contiene la fosforilcolina es hidrófilo, mientras que el lado opuesto, formado por las colas de los ácidos grasos, es hidrófobo. La estructura y la función de la fosfatidilcolina y otros fosfolípidos se describen con detalle en la sección 4.3.

24 Figura 2.23 Dos ejemplos de las miles de estructuras biológicas compuestas en primera instancia por proteínas. Éstas incluyen (a) las plumas, que son adaptaciones en las aves para el aislamiento térmico, el vuelo y la identificación sexual, y (b) las lentes oculares, como las de esta araña, que enfocan los rayos de luz. (a: Darrell Gulin/Getty Images; b: Thomas Shahan/Photo Researchers, Inc.)

25 Figura 2. 24 Estructura de aminoácido
Figura 2.24 Estructura de aminoácido. Modelo de esferas y varillas (a) y fórmula química (b) de un aminoácido en el que R puede ser cualquiera de varios grupos químicos (fig. 2.26). (c) La formación de un enlace peptídico ocurre por condensación de dos aminoácidos, que aquí se presentan en estado sin carga. En la célula, esta reacción ocurre en un ribosoma, cuando un aminoácido se transfiere de una molécula portadora (tRNA) al extremo de una cadena polipeptídica en crecimiento (fig ).

26 Figura 2. 25 Estereoisomerismo de los aminoácidos
Figura 2.25 Estereoisomerismo de los aminoácidos. Como el carbono αde todos los aminoácidos, salvo el de la glicina, está unido a cuatro grupos diferentes, existen dos estereoisómeros posibles. Se muestran las formas d y l de la alanina.

27 Figura 2. 26 Estructura química de los aminoácidos
Figura 2.26 Estructura química de los aminoácidos. Estos 20 aminoácidos son los más frecuentes en las proteínas y, en particular, los codificados por el DNA. Pueden existir otros aminoácidos como resultado de alguna modificación a alguno de los que se presentan. Se clasifican en cuatro grupos según la naturaleza de sus cadenas laterales, como se describe en el texto. Todas las moléculas se ilustran como aminoácidos libres en su estado ionizado, como se encontrarían en una solución con pH neutro.

28 Figura 2.26 Estructura química de los aminoácidos. (Continuación)

29 Figura 2.26 Estructura química de los aminoácidos. (Continuación)

30 Figura 2.26 Estructura química de los aminoácidos. (Continuación)

31 Figura 2. 27 Ionización de aminoácidos polares, con carga
Figura 2.27 Ionización de aminoácidos polares, con carga. (a) La cadena lateral del ácido glutámico pierde un protón cuando su grupo ácido carboxílico se ioniza. El grado de ionización del grupo carboxilo depende del pH del medio: cuanto más alta es la concentración de iones hidrógeno (pH bajo), menor es el porcentaje de grupos carboxilo en estado ionizado. Por el contrario, un aumento del pH incrementa la ionización del protón del grupo carboxilo, lo que eleva el porcentaje de las cadenas laterales de ácido glutámico con cargas negativas. El pH en el cual 50% de las cadenas laterales está ionizado y 50% no, se conoce como pK, que es 4.4 para la cadena lateral del ácido glutámico libre. A pH fisiológico, casi todos los residuos del ácido glutámico del polipéptido tienen carga negativa. (b) La cadena lateral de la lisina se ioniza cuando su grupo amino gana un protón. Cuanto más alta es la concentración de iones hidroxilo (pH alto), menor es el porcentaje de grupos amino con carga positiva. El pH en el cual 50% de las cadenas laterales de la lisina está cargado y 50% no, es 10.0, que es el pK para la cadena lateral de la lisina libre. A pH fisiológico, todos los residuos de lisina de un polipéptido tienen carga positiva. Una vez incorporado en un polipéptido, el pK de un grupo cargado depende mucho del ambiente circundante.

32 Figura 2.28 Disposición de residuos hidrófilos e hidrófobos de aminoácidos en la proteína soluble del citocromo c. (a) Las cadenas laterales hidrófilas, que se muestran en verde, se sitúan sobre todo en la superficie de la proteína, donde están en contacto con el medio acuoso circundante. (b) Los residuos hidrófobos, en rojo, se localizan principalmente en el centro de la proteína, sobre todo en la proximidad del grupo hemo central. (Ilustración, Irving Geis. Imagen de Irving Geis Collection/Howard Hughes Medical Institute. Derechos propiedad de HHMI. Reproducida sólo con autorización.)

33 Figura 2.29 Micrografía electrónica de barrido de un eritrocito de una persona con anemia drepanocítica. Compárese con la micrografía de un eritrocito normal en la figura 4.32a. (Cortesía de J. T. Thornwaite, B. F. Cameron y R. C. Leif.)

34 Figura 2.30 Hélice α. (a) Representación tubular de una hélice α Los átomos de la cadena principal cabrían justos dentro de un tubo con este radio. (b) Trayectoria helicoidal alrededor de un eje que sigue la columna central del polipéptido en una región de la hélice α Cada giro completo (de 360°) de la hélice es de 3.6 residuos de aminoácidos. La distancia sobre el eje entre residuos adyacentes es de 1.5 Å. (c) Disposición de los átomos de la columna central de la hélice α y los enlaces de hidrógeno que se forman entre aminoácidos. Por la rotación helicoidal, los enlaces peptídicos de cada cuatro aminoácidos quedan muy próximos entre sí. La unión de un grupo carbonilo (C ═ O) de un enlace peptídico con el grupo imino (H—N) de otro, forma enlaces de hidrógeno entre ellos. Éstos (barras naranja) son paralelos al eje del cilindro y por lo tanto mantienen unidos los giros de la cadena. (a: con autorización de: Jaynath R. Banaver y Amos Maritan. Figura por Timothy Lezon y reimpresa con autorización de the Annual Review of Biophysics, Volume 36; © 2007, by Annual Reviews, Inc.)

35 Figura 2. 31 Lámina β plisada
Figura 2.31 Lámina β plisada. (a) Representación tubular de una lámina β antiparalela. (b) Cada polipéptido de la lámina β asume una conformación extendida, pero plisada conocida como cadena β Los pliegues se deben a la localización de los carbonos α arriba y debajo del plano de la lámina. Las cadenas laterales sucesivas (grupos R en la figura) se proyectan hacia arriba y abajo de la columna central. La distancia sobre el eje que hay entre residuos adyacentes es 3.5 Å. (c) Una lámina β plegada consiste en un número de cadenas β paralelas entre sí y unidas por un conjunto regular de enlaces de hidrógeno entre los grupos carbonilo e imino de las columnas centrales adyacentes. Los segmentos vecinos de la columna central polipeptídica pueden encontrarse paralelos (en la misma dirección terminal N → terminal C) o antiparalela (en la dirección opuesta terminal N → terminal C). (a: de Jaynath R. Banaver y Amos Maritan. Figura creada por Timothy Lezon. Reimpresa con autorización de the Annual Review of Biophysics, Volume 36; © 2007, por Annual Reviews, Inc.; B. C: Ilustración de Irving Geis. Imagen de la Irving Geis Collection/Howard Hughes Medical Institute. Derechos de HHMI. Sólo puede reproducirse con autorización.)

36 Figura 2. 32 Modelo de listones de la ribonucleasa
Figura 2.32 Modelo de listones de la ribonucleasa. Las regiones de la hélice α se presentan como espirales y las cadenas β como listones aplanados con flechas que indican la dirección terminal N → terminal C del polipéptido. Los segmentos de la cadena que no adoptan una estructura secundaria regular (o sea, hélice α o lámina β consisten sobre todo en asas y rizos, que se muestran en verde claro. Los enlaces disulfuro se indican en amarillo. (Dibujo a mano de Jane S. Richardson.)

37 Figura 2. 33 Patrón de difracción de rayos X de la mioglobina
Figura 2.33 Patrón de difracción de rayos X de la mioglobina. El patrón de manchas se produce por un haz de rayos X difractado por los átomos en el cristal de proteína, lo que hace que las radiaciones choquen con la película en sitios específicos. La información obtenida de la posición y la intensidad (oscuridad) de las manchas puede usarse para calcular la posición de los átomos que difractaron el haz en la proteína, lo que da lugar a estructuras complejas, como la que se muestra en la figura (Cortesía de John C. Kendrew.)

38 Figura 2. 34 Estructura tridimensional de la mioglobina
Figura 2.34 Estructura tridimensional de la mioglobina. (a) Estructura terciaria de la mioglobina de ballena. La mayor parte de los aminoácidos está organizada en hélices α La mayoría de las regiones no helicoidales son giros, donde la cadena polipeptídica cambia de dirección. La posición del grupo hemo está indicada en rojo. (b) Estructura tridimensional de la mioglobina (el grupo hemo aparece en rojo). Se muestran posiciones de todos los átomos de la molécula, excepto los de hidrógeno. (a: Ilustración de Irving Geis. Imagen de Irving Geis Collection/Howard Hughes Medical Institute. Derechos de HHMI. Reproducida sólo con autorización; b: Ken Edward/Photo Researchers.)

39 Figura 2.35 Tipos de enlaces no covalentes que mantienen la conformación de las proteínas.

40 Figura 2.36 Las proteínas se forman a partir de unidades estructurales, o dominios. La enzima de mamíferos fosfolipasa C está formada por cuatro dominios, indicados en colores distintos. El dominio catalítico de la enzima se muestra en azul. Cada región de esta enzima puede encontrarse de manera independiente en otras proteínas, como se indica con el color equivalente. (Tomada a partir de Lisa Holm y Chris Sander, Structure 5:167, © con autorización de Elsevier.)

41 Figura 2.37 Movimientos dinámicos dentro de la enzima acetilcolinesterasa. En esta imagen se presenta una parte de la enzima en dos conformaciones distintas: (1) una cerrada (izquierda) en la que la entrada al sitio catalítico está bloqueada por la presencia de anillos aromáticos que forman parte de las cadenas laterales de los residuos de tirosina y fenilalanina (en color púrpura), y (2) una abierta (derecha) en la que los anillos aromáticos de estas cadenas laterales se quitaron del camino, lo que abre una “compuerta” para permitir que las moléculas de acetilcolina entren al sitio catalítico. Estas imágenes se reconstruyeron con programas computacionales que toman en cuenta mucha información sobre los átomos que componen las moléculas, incluidos la longitud de los enlaces, sus ángulos, su atracción y repulsión electrostática, las fuerzas de van der Waals, etc. Con esta información, los investigadores pueden simular los movimientos de varios átomos en un periodo muy corto, lo que brinda imágenes de las conformaciones que la proteína puede asumir. (Cortesía de J. Andrew McCammon.)

42 Figura 2. 38 Proteínas con estructura cuaternaria
Figura 2.38 Proteínas con estructura cuaternaria. (a) Dibujo del factor de crecimiento transformante β2 (TGF-β2), una proteína dimérica compuesta por dos subunidades idénticas (coloreadas de amarillo y azul). En blanco se muestran las cadenas laterales de cisteína y los enlaces disulfuro. Las esferas en amarillo y azul son los residuos hidrófobos que forman la interfaz entre las dos subunidades. (b) Dibujo de una molécula de hemoglobina, formada por dos cadenas de globina α y dos de globina β (heterotetrámero) unidas por enlaces no covalentes. Cuando los cuatro polipéptidos de globina se ensamblan en una molécula de hemoglobina completa, la cinética de unión y la liberación del oxígeno son muy distintas a las presentadas por los polipéptidos aislados. Esto se debe a que la unión del oxígeno con un polipéptido induce un cambio conformacional en los otros polipéptidos que altera su afinidad por las moléculas de O2. (a: imagen reimpresa con autorización de S. Daopin, et al., Science 257:372, cortesía de David R. Davies. © 1992 American Association for the Advancement of Science; b: Ilustración de Irving Geis. Reproducida con autorización de AAAS. Collection/Howard Hughes Medical Institute. Derechos de HHMI. Reproducida sólo con autorización.)

43 Figura 2. 39 Piruvato deshidrogenasa: un complejo multiproteínico
Figura 2.39 Piruvato deshidrogenasa: un complejo multiproteínico. (a) Micrografía electrónica de un complejo de piruvato deshidrogenasa con tinción negativa, aislado de E. coli. Cada complejo contiene 60 cadenas polipeptídicas que constituyen tres enzimas distintas. Su masa molecular se aproxima a 5 millones de Da. (b) Modelo del complejo de piruvato deshidrogenasa. El centro del complejo consiste en un cúmulo cúbico de moléculas de transacetilasa de dihidrolipoílo. Los dímeros de piruvato deshidrogenasa (esferas negras) se distribuyen de manera simétrica en los bordes del cubo y los dímeros de deshidrogenasa de dihidrolipoílo (pequeñas esferas grises) se sitúan en las caras del cubo. (Cortesía de Lester J. Reed.)

44 Figura 2. 40 Interacciones entre proteínas
Figura 2.40 Interacciones entre proteínas. (a) Modelo que ilustra las superficies moleculares complementarias de porciones de dos proteínas que interactúan. La molécula de color rojizo es un dominio SH3 de la enzima PI3K, cuya función se explica en el capítulo 15. Este dominio se une de manera específica a varios péptidos que contienen prolina, como el que se muestra en el modelo de espacios llenos en la parte superior de la figura. Se señalan los residuos de prolina en el péptido, que embonan en los sacos hidrófobos de la superficie de la enzima. La columna central del péptido está coloreada de amarillo y las cadenas laterales en verde. (b) Modelo esquemático de la interacción entre un dominio SH3 y un péptido que muestra la forma en que ciertos residuos de éste se adaptan en sacos hidrófobos en el dominio SH3. (a: imagen tomada de Hongtao Yu y Stuart Schreiber, Cell 76:940, 1994, con autorización de Elsevier.)

45 Figura 2. 41 Red de interacciones entre proteínas
Figura 2.41 Red de interacciones entre proteínas. Cada línea roja representa una interacción entre dos proteínas de levadura, indicadas por los puntos negros con nombres. En cada caso, la flecha apunta de una proteína con dominio SH3 a una proteína blanco con la que puede unirse. Las 59 relaciones mostradas se detectaron con dos tipos de técnicas distintas que miden interacciones entre proteínas. (Véase Trends Biochem. Sci. 34:1, 2009 para obtener una explicación sobre la validez de los estudios de interacciones entre proteínas.) (Imagen tomada de A. H. Y. Tong et al. Science 295:323, Copyright © Reimpresa con autorización de Aaas.)

46 Figura 2. 42 Interacciones entre proteínas axiales
Figura 2.42 Interacciones entre proteínas axiales. (a) La enzima polimerasa II de RNA, que sintetiza RNA mensajeros en la célula, se une a muchas otras proteínas al mismo tiempo mediante interfaces diferentes. (b) La enzima Cdc28, que fosforila a otras proteínas en la regulación del ciclo de división celular en la levadura con gemación, se une a varias proteínas diferentes (Cln1-Cln3) en la misma interfaz, lo que permite que sólo una de estas parejas se una en cada ocasión. (Imagen tomada de Damien Devos y Robert B. Russell, Curr. Opin. Struct. Biol. 17:373, 2007, con autorización de Elsevier.)

47 Figura 2. 43 Desnaturalización y nuevo plegamiento de la ribonucleasa
Figura 2.43 Desnaturalización y nuevo plegamiento de la ribonucleasa. Una molécula de ribonucleasa nativa (en la que se señalan los enlaces disulfuro intramoleculares) se reduce y despliega con mercaptoetanol β y urea 8 M. Después de retirar estos reactivos, la proteína se dobla de nuevo en forma espontánea. (De C.J. Epstein, R.F. Goldberger y C.B. Anfinsen, Cold Spring Harbor Symp. Quant. Biol. 28:439, Reimpresa con autorización de Cold Spring Harbor Laboratory Press.)

48 Figura 2.44 Dos vías alternativas por las cuales una proteína recién sintetizada o desnaturalizada puede alcanzar su conformación nativa. Los segmentos rizados representan hélices α y las flechas representan cadenas β

49 Figura 2. 45 En la vía del plegamiento
Figura 2.45 En la vía del plegamiento. La imagen de la izquierda muestra la estructura terciaria nativa de la enzima acilfosfatasa. La de la derecha es una estructura de transición, que representa el estado de la molécula en el punto máximo de una barrera de energía que se debe “atravesar” para que la proteína alcance el estado “nativo”. La estructura de transición consta de numerosas líneas individuales porque es un conjunto (ensamble) de estructuras muy relacionadas. Su arquitectura general es similar a la de la proteína nativa, pero todavía no aparecen muchas de las características estructurales más finas de la proteína ya plegada. El paso del estado de transición a la proteína nativa incluye el logro de la estructura secundaria, un empaquetamiento más ajustado de las cadenas laterales y culminación del ocultamiento de las cadenas laterales hidrófobas lejos del solvente acuoso. (Imagen tomada de K. Lindorff-Larsen, et al., Trends Biochem. Sci. 30:14, 2005, fig. 1B. © 2005, con autorización de Elsevier. Imagen de Christopher Dobson.)

50 Figura 2.46 Función de las chaperonas moleculares para estimular el plegamiento de las proteínas. Los pasos se describen en el texto. (Se conocen otras familias de chaperonas, pero no se describen.)

51 Perspectiva Humana Figura 1 Un contraste en la estructura
Perspectiva Humana Figura 1 Un contraste en la estructura. (a) Estructura terciaria de la proteína PrPC normal, según la espectroscopia NMR. La porción naranja representa los segmentos helicoidales α y las porciones azules son cadenas β cortas. La línea punteada amarilla representa la porción terminal N del polipéptido, que carece de estructura definida. (b) Modelo propuesto del prión infeccioso PrPSc, que consiste sobre todo en una lámina β Todavía se desconoce la estructura terciaria real de dicha proteína. Las dos moléculas mostradas en esta figura se forman con cadenas polipeptídicas que tienen una secuencia de aminoácidos idéntica, pero que se pliegan en forma muy distinta. Como resultado de las diferencias en el plegamiento, PrPC conserva su solubilidad, mientras que PrPSc produce agregados que matan a la célula. (Las dos moléculas presentadas en esta figura se llaman conformadoras porque difieren sólo en la conformación.) (a: de R. Riek, Et., Febs 413, 287, fig. 1. © 1997, con autorización de Elsevier. Imagen de Kürt Wüthrich; b: reimpresa de S.B. Prusiner, Trends Biochem Sci 21:483, Copyright 1996 con autorización de Elsevier.)

52 Perspectiva Humana Figura 2 Enfermedad de Alzheimer
Perspectiva Humana Figura 2 Enfermedad de Alzheimer. (a) Características definitorias del tejido cerebral de una persona que murió por enfermedad de Alzheimer. (b) Las placas amiloides que contienen agregados del péptido Aβ aparecen fuera de las células (entre las células nerviosas), mientras que los ovillos neurofibrilares (NFT) aparecen dentro de ellas. Los NFT, que se describen al final de esta sección “Perspectiva humana”, están formados por aglomeraciones mal plegadas de una proteína llamada tau, que participa en el mantenimiento de la organización de los microtúbulos de las células nerviosas. Tanto las placas como los ovillos se han sugerido como causa de la enfermedad. (a: © Thomas Deerinck, Ncmir/Photo Researchers, Inc. B: © American Health Assistance Foundation.)

53 Perspectiva Humana Figura 3 Formación del péptido Aβ El péptido Aβ se separa de la proteína precursora de amiloide (APP) como resultado de la acción de dos enzimas, secretasa-β y secretasa-γ. Es interesante que la APP y las dos secretasas sean proteínas que atraviesan toda la membrana. La separación de APP ocurre dentro de la célula (tal vez en el retículo endoplásmico) y el producto Aβ al final se secreta al espacio extracelular. La secretasa-γ puede cortar en cualquiera de dos sitios en la molécula APP, y produce los péptidos Aβ40 o Aβ42, este último es el principal causante del desarrollo de las placas amiloides que se observan en la figura 2. La secretasa-γ es una enzima de múltiples subunidades que divide (hidroliza) a su sustrato en un sitio dentro de la membrana.

54 Perspectiva Humana Figura 4 Técnica de neuroimagen en la cual se advierte la presencia de amiloide en el cerebro. Las imágenes de tomografía por emisión positrónica (PET; positron emission tomography) muestran el cerebro de dos personas que ingirieron florbetapir F 18, un compuesto radiactivo, que se une a los depósitos de amiloide y confiere el color rojo. La imagen superior es la de un cerebro sano y la inferior de un sujeto con AD en que se advierte la acumulación extensa de amiloide. Es posible identificar con dicha técnica los depósitos de amiloide en el cerebro en personas que no muestran manifestaciones de disfunción cognitiva. Se supone que dichas personas asintomáticas están expuestas a un gran riesgo de presentar AD. Cabe considerar que los individuos que no tienen los depósitos en cuestión están expuestos a un riesgo pequeñísimo de desarrollar la enfermedad en el futuro cercano. (Con autorización de Eli Lilly/Avid Pharmaceuticals.)

55 Figura 2.47 (Imagen © Joseph Sutliff.)

56 Figura 2.48 El estudio de la proteómica a menudo requiere la separación de complejas mezclas de proteínas. Los dos geles electroforéticos mostrados contienen proteínas extraídas de la corteza frontal de seres humanos (a) o chimpancés (b). Los puntos numerados representan proteínas homólogas con diferencias distintivas en los dos geles, como se explica en el texto. (Nota: ésta es sólo una parte de un gel mucho más grande que contiene alrededor de puntos, que representan proteínas sintetizadas en el cerebro de un primate.) (Nota: los animales utilizados para este estudio fallecieron por causas naturales.) (Imagen tomada de W. Enard, et al., Science 296:342, figura 3a, b. © 2002, reimpresa con autorización de AAAS.)

57 Figura 2.49 Identificación de proteínas a través de espectrometría de masas. Se aísla una proteína de una fuente (como una de las manchas de alguno de los geles de la figura 2.48) y se somete a digestión con la enzima tripsina. Los fragmentos peptídicos se introducen luego en un espectrómetro de masas, donde se ionizan y separan según su índice masa/carga (m/z). Los péptidos separados se ven como un patrón de picos, con indicación de su índice m/z preciso. La comparación de estos índices con los obtenidos por la digestión teórica de proteínas virtuales codificadas por el genoma permite a los investigadores identificar a la proteína en estudio. En este caso, el espectro MS es el de la mioglobina de caballo que carece del grupo hemo. (Datos reimpresos a partir de J.R. Yates, Methods Enzymol. 271:353, Copyright, 1996, con autorización de Elsevier.)

58 Figura 2.50 Análisis global de las actividades de las proteínas con micromatrices proteínicas. (a) Este solo portaobjetos para microscopio contiene proteínas distintas de levadura aplicadas por duplicado. Éstas se sintetizaron en células con modificaciones genéticas. Los puntos emiten fluorescencia roja porque se incubaron con un anticuerpo fluorescente que puede unirse a todas las proteínas del conjunto. (b) La imagen izquierda muestra una pequeña parte del conjunto de proteínas mostrado en la parte a. La imagen derecha muestra la misma porción del conjunto después de la incubación con calmodulina en presencia de iones calcio. Las dos proteínas que emiten fluorescencia verde son proteínas de unión a calmodulina. (c) Ilustración esquemática de los fenómenos que ocurren en la parte b, donde la calmodulina se unió a dos proteínas de la micromatriz que tienen sitios de unión complementarios. (a y b: tomadas de H. Zhu, et al., Science 293:2101, 2001, cortesía de Michael Snyder. © 2001 reimpresa de AAAS.)

59 Figura 2.51 Diseño computarizado de una proteína con capacidad de unirse de manera específica a la superficie de otra. (a) La proteína diseñada por ordenador se muestra en color verde y la molécula a la cual va dirigida (proteína HA del virus de la influenza de 1918, H1N1) aparece en el lado izquierdo con múltiples colores. La estructura anticipada de la proteína diseñada concuerda de manera precisa con la de la proteína real generada a partir de la secuencia predicha. (b) Interfaz real entre la hélice hidrófoba “destinataria” de la HA (gris) y la proteína diseñada (violeta). Se advierte que algunas cadenas laterales de la segunda interactúan con sitios que están sobre la hélice HA. (a: con autorización de Sarel J. Fleishman, et al., Science 332:820, Imagen con autorización de David Baker; (B) con autorización de Bryan S. Der and Brian Kuhlman, Science 332:801, 2011, AMBAS © 2011, reimpresa con autorización de AAAS.)

60 Figura 2.52 Desarrollo de un fármaco dirigido a una proteína, como el imatinib. (a) Pasos típicos en el desarrollo. En el paso 1 se identificó una proteína (p. ej., ABL) que tiene una función causal en la enfermedad. Ésta es un blanco probable para un fármaco que inhiba su actividad enzimática. En el paso 2 la proteína se incuba con miles de compuestos en busca de aquellos que tengan afinidad razonable con ella e inhiba su actividad. En el paso 3 se identificó uno de estos compuestos (p. ej., 2-fenilaminopirimidina en el caso de ABL). En el paso 4 se usa el conocimiento de la estructura de la proteína blanco para hacer derivados del compuesto (p. ej., imatinib) que tengan mayor afinidad de unión y, por lo tanto, puedan usarse en menores concentraciones. En el paso 5 el compuesto en cuestión se valora en experimentos preclínicos para conocer su toxicidad y eficacia (nivel de efectividad) in vivo. Los experimentos preclínicos casi siempre se llevan a cabo en células humanas cultivadas (paso 5a) (p. ej., de pacientes con CML) y animales de laboratorio (paso 5b) (p. ej., ratones con implantes de células CML humanas). Si el fármaco parece seguro y eficaz en animales, se prueba en estudios clínicos (paso 6), como se explica en la página 68.

61 Figura 2.52 Desarrollo de un fármaco dirigido a una proteína, como el imatinib. (Continuación) (b) Estructura del imatinib. La porción azul de la molécula indica la estructura del compuesto 2-fenilaminopirimidina que se identificó al principio como inhibidor de la cinasa de ABL. (c, d) La estructura del dominio catalítico de ABL en el complejo (c) con imatinib (mostrado en amarillo) y (d) con un inhibidor de segunda generación llamado dasatinib. El primer fármaco se une a la conformación inactiva de la proteína, mientras que el último se une a la conformación activa. Estos dos fenómenos de unión bloquean la actividad necesaria para el fenotipo celular canceroso. Dasatinib es eficaz contra células cancerosas que se volvieron resistentes a la acción de imatinib. (c, d: de Ellen Weisberg et al. Por cortesía de James D. Griffin, Nature Revs. Cancer 7:353, 2007 © 2007, reimpresa con autorización de Macmillan Magazines Limited.)

62 Figura 2.53 Distribución de residuos de aminoácidos polares con carga en la enzima malato deshidrogenasa de una arqueobacteria halofílica. Las esferas rojas representan residuos ácidos y las azules, básicos. Se observa que la superficie de la enzima está cubierta con residuos ácidos, lo que da a la proteína una carga neta de _156 y fomenta su solubilidad en ambientes de salinidad extrema. Como comparación, una proteína homóloga de la mielga, un tiburón oceánico, tiene una carga neta de +16. (de O. Dym, M. Mevarech y J.L. Sussman, Science 267:1345, © 1995, reimpresa con autorización de AAAS.)

63 Figura 2.54 La sustitución de un solo aminoácido tiene un impresionante efecto en la conformación. En este caso, el cambio de una leucina por una tirosina en una posición crítica dentro de la cadena polipeptídica de 56 aminoácidos, transformó todo el plegamiento del esqueleto de este polipéptido. La sola sustitución originó que 85% de los residuos aminoácidos cambiaran su estructura secundaria. En las estructuras modelos se muestra en rojo la disposición espacial de otras dos cadenas laterales, que se encargan del cambio conformacional. Los aminoácidos de la extremo terminal N se presentan en color naranja y los del grupo terminal C en azul. (con autorización de A. Alexander et al., y de Philip N. Bryan, Proc. Nat’l Acad. Sci U.S.A. 106:21153,2009, fig. 6 © 2009 National Academy of Sciences.)

64 Figura 2. 55 Nucleótidos y cadenas de nucleótidos de RNA
Figura 2.55 Nucleótidos y cadenas de nucleótidos de RNA. (a) Los nucleótidos son monómeros con los que se forman las cadenas de ácidos nucleicos. Un nucleótido consiste en tres partes: un azúcar, una base nitrogenada y un fosfato. Los del RNA contienen el azúcar ribosa, con un grupo hidroxilo unido al segundo átomo de carbono. En cambio, los nucleótidos del DNA contienen el azúcar desoxirribosa, que tiene un átomo de hidrógeno en lugar de un grupo hidroxilo unido al segundo átomo de carbono. Cada nucleótido está polarizado y tiene dos extremos, uno 5 (correspondiente al lado 5 del azúcar) y otro 3. (b) Los nucleótidos forman una cadena mediante enlaces covalentes entre el grupo hidroxilo 3 de un azúcar y el grupo fosfato 5 del azúcar adyacente.

65 Figura 2. 56 Bases nitrogenadas de los ácidos nucleicos
Figura 2.56 Bases nitrogenadas de los ácidos nucleicos. De las cuatro bases estándar que hay en el RNA, la adenina y la guanina son purinas; el uracilo y la citosina son pirimidinas. En el DNA, las pirimidinas son citosina y timina, la cual difiere del uracilo por un grupo metilo unido al anillo.

66 Figura 2. 57 Los RNA pueden asumir formas complejas
Figura 2.57 Los RNA pueden asumir formas complejas. (a) Este RNA es parte integral de la pequeña subunidad ribosómica de una bacteria. En este perfil bidimensional se ve que la cadena de RNA se pliega sobre sí misma con un patrón muy ordenado, de manera que la mayor parte de la molécula tiene cadena doble. (b) Esta ribozima con forma de cabeza de martillo, como se le conoce, es una pequeña molécula de RNA de un viroide (pág. 26). La naturaleza helicoidal de las porciones de cadena doble de este RNA puede apreciarse en este modelo tridimensional. (b: tomada de William G. Scott et al. Cell 81:993, © 1995, con autorización de Elsevier.)

67 Figura 2.58 Reconstrucción de un ribosoma del citoplasma de una célula de germen de trigo. Esta reconstrucción se basa en micrografías electrónicas de alta resolución y muestra las dos subunidades de este ribosoma eucariota, la subunidad pequeña (40S) a la izquierda y la grande (60S) a la derecha. La estructura interna de un ribosoma se explica en la sección (Imagen tomada de Adriana Verschoor et al., J. Cell Biol. Vol. 133 [portada #3], 1996; con autorización de Rockefeller University Press.)

68 Vías Experimentales Figura 1 Modelo del complejo GroEL formado según datos de microscopia electrónica y de determinación del peso molecular. Se observa que el complejo consiste en dos discos, cada uno formado por siete subunidades idénticas ordenadas de manera simétrica alrededor de un eje central. Estudios subsiguientes mostraron que el complejo contiene dos cámaras internas. (Imagen tomada de T. Hohn, et al., J. Mol. Biol. 129:371, Copyright 1979, Academic Press, Elsevier Science, con Autorización del Editor.)

69 Vías Experimentales Figura 2 Reconstrucciones de GroEL con base en micrografías electrónicas de alta resolución obtenidas de muestras congeladas en etano líquido, examinadas a _170°C. La imagen izquierda muestra al complejo GroEL y la derecha la unión de GroEL con GroES, que se ve como un domo en un extremo del cilindro. Es evidente que la unión de GroES se acompaña de un cambio en la conformación del extremo apical de las proteínas que constituyen el anillo superior de GroEL (flecha), lo que produce un engrandecimiento notable de la cámara superior. (de S. Chen, et al., cortesía de Helen R. Saibil, Nature 371:263, © 1994, reimpresa con autorización de Macmillan Magazines Limited.)

70 Vías Experimentales Figura 3 Cambio conformacional de GroEL
Vías Experimentales Figura 3 Cambio conformacional de GroEL. (a) El modelo de la izquierda muestra la superficie de la estructura de los dos anillos que constituyen la chaperonina GroEL. El dibujo de la derecha ilustra la estructura terciaria de una de las subunidades del anillo superior de GroEL. Puede verse que la cadena polipeptídica se pliega en tres dominios. (b) Cuando un anillo de GroES (flecha) se une con el cilindro de GroEL, el dominio apical de cada subunidad de GroEL del anillo adyacente experimenta una rotación marcada cercana a 60°, mientras el dominio intermedio (en verde) actúa como bisagra. El efecto de este cambio en las partes del polipéptido es una elevación intensa de la pared de GroEL y un agrandamiento de la cámara interna. (de Z. Xu, A.L. Horwich, y P.B. Sigler, Nature 388:744, © 1997, reimpresa con autorización de Macmillan Publishers, Ltd.)

71 Vías Experimentales Figura 4 Ilustración esquemática de los pasos propuestos durante el plegamiento de un polipéptido con la ayuda de GroEL-GroES. Se observa que GroEL consiste en dos cámaras con estructuras y funciones equivalentes que se alternan en actividad. Cada cámara se sitúa dentro de uno de los dos anillos que componen el complejo GroEL. El polipéptido no nativo entra a una de las cámaras (paso 1) y se une a los sitios hidrófobos de la pared. La unión de la tapa de GroES genera un cambio en la conformación en la pared de la cámara superior, lo que causa agrandamiento de ésta y liberación del polipéptido no nativo hacia el espacio encapsulado (paso 2). Después de unos 15 s, GroES se disocia del complejo y el polipéptido se expulsa de la cámara (paso 3). Si el polipéptido ya alcanzó su conformación nativa, como en la molécula de la izquierda, el proceso de plegamiento está completo. Sin embargo, si el polipéptido sólo está doblado de forma parcial, o si está mal plegado, se une de nuevo a la cámara de GroEL para iniciar otro ciclo de plegamiento. (Nota: como se indica, el mecanismo de acción de GroEL se impulsa por la unión y la hidrólisis de ATP, una molécula rica en energía cuya función se describe con detalle en el capítulo siguiente.) (Imagen tomada de A. L. Horwich, et al., Proc Nat’l Acad Sci USA 96:11037, 1999.)