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Tecnicas parasitologicas Tecnicas coproscopicas Obtencion de la muestra La persona debe orinar y luego defecar sobre una superficie limpia Con un bajalenguas.

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Presentación del tema: "Tecnicas parasitologicas Tecnicas coproscopicas Obtencion de la muestra La persona debe orinar y luego defecar sobre una superficie limpia Con un bajalenguas."— Transcripción de la presentación:

1 Tecnicas parasitologicas Tecnicas coproscopicas Obtencion de la muestra La persona debe orinar y luego defecar sobre una superficie limpia Con un bajalenguas se transfiere una una porción de heces pequeñas y se deposita en un frasco. En los lactantes la muestra puede obtenerse de los pañales o por mkedio de una cucharilla que se introduce 4 cms en el recto y el material se deposita en un frasco con solucion salina METODO DIRECTO Con un mondadientes se toma una porcion de heces (1 mm diametro) y sobre un portaobjeto se emulsiona con una gota de suero (ClNa 0,9 gr agua por 100 ml), cubrir con una laminilla y mirar al microscopio ) Identifique los trofozoitos y larvas de helmintos

2 Otra porcion de heces emulsione con 1 gota de lugol cubra y observe. Se colorean los quistes de protozo y huevos y larvas de helmintos. Esta tecnica diagnostica la mayoria de enfermedades enteroparasitas

3 Método directo semicuantitativo Con un mondadiente se toma una porcion de heces, se diluye en suero fisiologico y se examina a 10 o 40 aumentos y cuente los huevos por laminas, metodo util en la evaluacion de drogas antihelminticas Formol eter En un tubo centrifuga emulsione formol al 10%, añada eter sulfurico 1 a 3 ml tape y agite por 30 segundos y centrifuge a 2000 rpm por n2 minutos se forman 4 capas: 1)Eter 2)Restos fecales 3)Formol salino 4)Sedimentos con parasitos Con una bagueta libera los bordes y con un movimiento descarte las 3 capas superiores, descarte el sedimento y deje caeruna gota de lugol sobre el portaobjeto cubralo y observe

4 Tecnica de faust(sulgato de zinc) En un tubo mezcle heces con agua de caño y centrifugue a 200 rpm elimine el sobrenadante y repitalo 2 veces y añada sulfato de zinc(331 gr 1000 ml), emulsione la muestra y agregue sulfato de zinc hasta 1 cms del borde centrifugue a 2500 rpm, coloque el tubo en una gradilla yagregue sulfato de zinc hasta formar un menisco y cubralo con una laminilla y dejelo en posicion 10 minutos Pase la laminilla a un portaobjeto que tenga una gota de lugol observe los quistes de protozoo y huevos no operculados de helmintops

5 AZUCAR RUBIA Agregue a un frasco de penicilina que contenga una porcion de heces una solucion de azucar(azucar rubia 1.280, agua destilada100 ml, fenol 10 ml, emulsione las heces y complete la solucion hasta formar un menisco cubralo con una laminilla y deje reposar 10 minutos y vea al microscopio Es buena para el diagnostico de huevos helmintos

6 Tecnica de Baerman lumbreras Vierta suero fisiologico tibio (37)en una copa. Ponga un cernidor de te con las heces dentro de una gasa, agregue suero fisiologico hasta que se ponga en contacto con las heces, pasado media hora tome gotas del sedimento con una pípeta pasteur examinelo entre lamina y laminilla. Util en ballantidiasis y strongiloidiasis

7 Sedimentacion en copa Emulsione 5 gr de heces en una copa de 250 ml contenido en agua, deje sedimentar 15 minutos, imprima leves movimientos de rotacion y espere 15 minutos. Decante el sobrenadante y repita el procedimiento 1-2 veces mas vierta el sedimento en una placa petri y examine al estereoscopio Util para huevos operculados (fasciola paragonimus)

8 Tecnica de kato Se toma una muestra de 10 mm de diametro y se comprime en un portaobjetos con una tira de celofan embebido en glicerina (glicerina 100 ml. agua 100 ml, solucion acuosa verde malaquita al 3%, 1ml) espere un hora antes de observarlo al microscopio. Util en ascaridiasis tricocefalosis y uncinariasis Si el orificio central es de 6 mm y una profundida de 1.37 mm el numero de huevos se multiplica por 23 para obtener el numero de huevos por gr de heces ( Kato cuantitativo)

9 Tecnica de harada En una tira de papel filtro se extiende una delgada capa de material fecal que ocupe su porcion central dejando libre los dos extremos, se introduce dentro de un tubo de ensayo con agua destilada (1-3 ml)para que el papel contacte con el agu sin llegar a las heces, se tapa por 10 dias, se obtiene larvas filariformes para el diagnostico del ancylostoma duodenale, Necator americato strongiloydes stercolaris

10 Conservacion de las muestras Formol Cubra la muestra con con una solucion de formol al 10% en relacion 1 de heces 10 de formol de esta manera los huevos y quistes persisten por mucho tiempo Alcohol polivinilico Se mezcla una parte de heces con 3 de apv(APV 10 GR, alcohol etilico al 95%, 62,5 ml solucion acuosa saturada de cloruro de mercurio 125 ml. acido acetico glacial 10 ml, glicerina 3 ml, mezcle los ingrediente y agregue el APV y deje hasta el dia siguente, caliente hasta los 75 grados y agite por 30 segundos y deje enfriar) Util para el diagnostico de protozoos y porque conserva trofozoitos y quistes

11 Coloracion tricomica Los frotices fijados de APV se sumergen en alcohol etilico al 70% que tenga lugol por 5 minutos, luego por dos cambios de alcohol etilico al 70% por 5 minutos cada uno. En una solucion colorante (chromotrope 2R, 0,6 gr; Light green SF, 0,3 gr, acido fosfotungstitico 0, 7 gr, acido acetico glacial 1ml, agua destilada 100 ml ) por 10 segundos, alcohol etilico al 100%, dos cambios de 5 minutos cada uno, dows cambios de xilol de 5 minutos cada uno y montar en balsamo ZIEHL NEELSEN MODIFICADO Realize frotis de heces y deje secar. Fije con metanol por 3 minutos. Cubra con Na OH 1 n por 2 minutos. Lave con agua. Coloree por 5 minutos (Fuccina basica 4 gr, alcohol al 95%, 20 ml; cristales de fenol 8 gr, agua 100 ml)lave con agua. Decolore con alcohol acido(alcohol etilico al 95%, 97 ml y acido clirhidrico concentrado, 3 ml ) lave con agua

12 Contracoloree con azul de metileno por 6 minutos (azul de metileno, 0.3 gr y alcohol absoluto 100 ml ) Es util para el diagnostico de criptosporidiasis y ciclosporidiasis Enterotest Se usa la capsula de beal que tiene una plomada y un hilo cuyo extremo se fija en el carrillo del paciente con tela adhesiva, la capsula se ingierer con un poco de agua, despues de 4 yhoras se extrae el hilo por traccion, el extremo distal se teñira con bilis dado que alcanza el duodeno de esta porcion se toma las muestras

13 Tecnicas histologicas Examen directo de sangre Puncione con una lanceta la yema del dedo de la mano o el lobulo de la oreja previamente limpios con algodón embebido en alcohol etilico. Recfoja la gota de sangre sobre un portaobjetos, coloque el cubre objetos y onservelo al microscopio en busqueda de tripomastigotes o microfilarias Frotis Una pequeña gota de sangre colocada en el extremo derecho de un portaobjetos es extendida con el extremo del otro portaobjetos que se deslice de derecha a izquierda hacia el pulgar que sostiene el portaobjeto, fije con alcohol metilico por un minuto Coloree con Giemsa(0,5 gr de giemsa disuelva en 33 ml de glicerina a 55c por 2 horas, mezcle con 33 ml de alcohol metilico, filtre)diluido1:5 en agua(Ph 7) por 3-5 minutos. Lave con agua deje secar y observe con el objetivo de inmersion

14 Util para diferenciacion de especies de paludismo y tripanosomiasis

15 Gota gruesa Una gota de sangre se coloca sobre un portaobjeto, desfibrinada por unos segundos por movimiento circulares con el angulo de otro portaobjetos. Deje secar por 30 minutos en posicion horizontal Introdusca la lamina en un frasco con agua por cinco minutos para deshemoglobinizar y colores con giemza diluido 1:20 por 15 a 30 minutos Es un buen metodo de concentracion de parasitos hematicos

16 Biopsia Anestecie con silocaina al 2%los bordes de la lesion uta. Con bisturi realice un borde en cuña, divida en dos estos fragmentos y con uno de ellos realice improntas sobre portaobjetos (fije con metanol y coloree con giemza ) e incluyalo en formol al 10% para su estudio histopatologico ; con el fragmento restante y ayudado con bisturi aisle la dermis en una pequeña cantidad de suero fisiologico conteniendo antimucotico y antibiotico dividalo en fragmentos pequeños y siembrelo

17 Cultivo en medio NNN Licue un medio de cultivo conteniendo medio solido(agar 10 gr, cloruro de sodio 6 gr, agua destilada 900 ml, disuelva y esterilize) dejelo enfriar a 50 grados agregue 1/# de su volumen con sangre desfibrinada de conejo, mezcle bien por rotacion, incline y deje enfriar (preferible en hielo). Verifique su esterilidad encubando a 37 c por 18 h. Inocule( sangre o tejido)incube a temperatura del cuarto y observe por 5 dias Es util para el cultivo de leish maniasis y tripanosoma

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