UNIVERSIDAD NACIONAL AUTÓNOMA DE MÉXICO UNIVERSIDAD NACIONAL AUTÓNOMA DE MÉXICO. FACULTAD DE ESTUDIOS SUPERIORES IZTACALA Efecto de agua residual sobre la flourescencia del fotosistema II, actividad enzimática de catalasa y ascorbato peroxidasa y características morfológicas en Phaseolus vulgaris L. Galeana Cano Victoria, Méndez Aldana Laura Isabel, Montes de Oca Estefanía, Torres Paredes Leslie Mariel.

INTRODUCCIÓN En México existen más de 30 grandes escenarios donde la irrigación agrícola depende de las aguas negras; en el Valle del Mezquital, se riegan aproximadamente 130,000 hectáreas con este tipo de agua. (Silva et al., 2008)

Aporte de macro nutrientes (N y P) y oligoelementos, como Na y K Ventajas: Aporte de macro nutrientes (N y P) y oligoelementos, como Na y K mejoramiento de la fertilidad de los suelos agrícolas Desventajas: patógenos, metales pesados, xenobióticos, pesticidas y exceso de nitrógeno pueden producir estrés oxidativo

El estrés oxidativo induce un incremento en la síntesis de antioxidantes enzimáticos como: Superóxido dismutasa, (SOD), Ascorbato peroxidasa (APX), Glutation reductasa (GR), Glutation peroxidasa (GPX) Catalasa (CAT) Estos sistemas se encargan de eliminación de especies reactivas de oxígeno (EROs).

El estrés oxidativo también pueden afectar las reacciones fotoquímicas de la fotosíntesis, alterando la síntesis de los pigmentos fotosintéticos como clorofila a.

Objetivo. Evaluar el efecto de las aguas residuales sobre el desarrollo de plantas de frijol (Phaseolus vulgaris L.) El contenido de patógenos, metales pesados, xenobióticos, pesticidas y exceso de nitrógeno en las aguas residuales provocarán estrés en las plantas que afectará el crecimiento, la actividad enzimática y la fluorescencia del PSII de plantas de frijol (Phaseolus vulgaris L.). Hipótesis

Se utilizaron semillas comerciales de frijol tipo Jamapa Material y método germinadas en 24 botes con capacidad de un litro colocando 3 semillas en cada uno, en sustrato perlita-agrolita en condiciones de invernadero Regadas con agua potable durante 15 días consecutivos. Se utilizaron semillas comerciales de frijol tipo Jamapa Regadas con solución Hoaglan y Arnon 1 vez a la semana y cada tercer día con agua potable Al aparecer la hoja trifoliada se seleccionaron las plantas y se transfirieron al invernadero del grupo 1306 Control: 12 plantas, una por bote, sustrato perlita-agrolita Tratamiento: 12 plantas, una por bote, sustrato perlita-agrolita Regadas cada tercer día con agua residual tomada del rio de los Remedios Tlalnepantla

Medición de la longitud de tallos y raíces. El riego se realizo a capacidad de campo por 6 semanas, se seleccionaron 6 plantas al azar de cada grupo para realizar los análisis correspondientes Área foliar Medición de la longitud de tallos y raíces. Medición fluorescencia del fotosistema II (Genty et al., 1989) Se escaneo la segunda hoja trifoliada y se proceso con el programa Image J. Captura cuántica por centros de reacción activo Transporte electrónico atreves del PSII Centros de reacción del PSII activos Utilizando fluorometro Hansatech después de 60 minutos de adaptación en la oscuridad

Extracción enzimática Cuantificación de proteínas Método Bradford (1976) Actividad enzimática en hojas con buffer de fosfatos 50mM pH 7.0 para CAT y con buffer de fosfatos 50mM pH 7.0 con 1mM de ácido ascórbico para APX ensayo en micro placa con BSA a 300µg/ml CAT según Aebi (1984) con buffer de fosfatos a 50mM pH 7.0, 10 µl de extracto y 10 µl de H2 O2 , se leyó a A240 . APX según Nakano y Asada (1981) con buffer de fosfatos 50mM pH 7.0, 10 µl de ácido ascórbico 0.1mM, 10µl de extracto y 10 µl de H2O2, se leyó a A290nm. con un volumen total de 3 ml, se midió en intervalos de 30 segundos durante 3 min se leyó a A663 para clorofila “A”, para clorofila “B”A646 y para carotenos A470 y se procedió a realizar los cálculos correspondientes. Cuantificación de clorofilas y carotenos Se tomaron dos discos de 1.3 cm diámetro, se macero con acetona al 80%

RESULTADOS

Área foliar Figura 1. Promedio en cm2 del área foliar en plantas de Phaseolus vulgaris L. regadas con solución HA y con 100% de agua residual de los 6 muestras regadas durante 6 semanas. (P <0.05).

Longitud de tallos y raíces Figura 2. Promedio en cm de la longitud de raíces y tallos de plantas de las 6 muestras de Phaseolus vulgaris L. regadas con solución HA y 100% de agua residual .

Actividad enzimática Figura 3. Promedio de actividad de ascorbato peroxidasa de las 6 muestras de Phaseolus vulgaris L. regadas con agua residual y solución HA durante 6 semanas. (P>0.05). Figura 4. Actividad de Ascorbato peroxidasa en promedio de las 6 muestras de Phaseolus vulgaris L. regadas durante 6 semanas con agua residual y solución. (P>0.05)

Contenido de clorofilas y carotenos Figura 3. Promedio de las 6 muestras del contenido de clorofilas a, b y totales así como los carotenoides en hojas de frijol Phaseolus vulgaris L. regadas con solución HA y agua residual durante 6 semanas. (P <0.05).

Centros de reacción del PSII activos. Control (solución HA) Tratamiento (100% agua residual) Grafica 6. Centros de reacción activos (reducción de QA en QA-) del Fotosistema II de plantas de Phaseolus vulgaris L. regadas con solución HA y agua residual.

Captura cuántica por centro de reacción activo Control (solución HA) Tratamiento (100% agua residual) Figura 7. Captura cuántica por centro de reacción activo (energía atrapada por unida de área foliar) en plantas de Phaseolus vulgaris L. regadas con solución HA y agua residual durante 6 semanas.

Transporte electrónico a través del PSII K J I P Control (solución HA) Tratamiento (100% agua residual) e- e- e- e- e- LHCII CLO QA QB PQH2 Figura 8. Transporte de electrones (fluorescencia variable relativa) atreves del Fotosistema II de plantas de Phaseolus vulgaris L. regadas con solución HA y agua residual durante 6 semanas.

Conclusión El riego con agua residual proveniente del Río Tlalnepantla: no mostro un efecto significativo en la actividad enzimática de catalasa y ascorbato peroxidasa, mostro un efecto en las características morfológicas de las plantas y una disminución notoria en las concentraciones de clorofilas y en la eficiencia del transporte de electrones del PSII, centros de reacción activos y la captura cuántica en estos.

PERSPECTIVAS Realizar estudios sobre la actividad de las enzimas responsables de la eliminación del peróxido de hidrogeno, producido por un estrés oxidativo. Cuantificar la cantidad de peróxido de hidrogeno producidas por las plantas antes y después del tratamiento. Determinar la concentración de prolina presente en las plantas con tratamiento ya que esta puede ser un indicador de estrés oxidativo en la plantas. Realizar un análisis de los componentes presentes en el agua residual para cualquier evaluación de este tipo.