Herpesviriosis en México: situación actual y perspectivas Rebeca Vásquez-Yeomans y Jorge Cáceres-Martínez ISA

Características morfológicas del OsHV-1 TEGUMENTO CÁPSIDE (116 nm) NÚCLEO ENVOLTURA Forma esférica poligonal, (icosaédrica) 207.4 kpb ADN lineal de doble cadena 38% CG

Entre las especies donde se ha encontrado tenemos: Crassostrea virginica Crassostrea gigas Ostrea edulis Ostrea angasi Tiostrea chilensis Ruditapes philippinarum Pecten maximus Nodipecten subnodosus Almejas Pectínidos Ostiones

Distribución global de Herpes virus

Eventos recurrentes, principalmente en verano Causa mortalidad de hasta 100 % en cultivos de larvas y juveniles de ostión Eventos recurrentes, principalmente en verano CAUSAS: Compleja interacción de factores tales como: incremento de la temperatura, estrés fisiológico, malas prácticas y contaminantes, entre otros IFREMER

Signos de la enfermedad Larvas Reducción en actividad de nado y alimentación Lesiones en manto y velo Nado errático en círculos, deposición en el fondo Tomado de Renault y Novoa (2004)

Impacto en la Industria ostrícola Francesa Francia produce130,000 toneladas al año siendo el cuarto productor a nivel mundial después de China, Japón y Corea del Sur

Problema de graves consecuencias en Francia OsHV-1 OsHV-1 µVar 2008-2011 A herpes virus has decimated oysters along France’s 5,500- kilometer coast for a fourth season

Estudios de herpes virus en México Cáceres-Martínez, J. A. y R. Vásquez -Yeomans. (2003) Presence of giant polymorphic cells in Crassostrea gigas cultured in Bahia Falsa, Baja California NW Mexico . Journal of Shellfish Research. 22(3): 711-714 Vásquez Yeomans, R., J. A. Caceres Martinez y A. Figueras Huerta. (2004) Herpes-like virus associated with eroded gills of the Pacific oyster Crassostrea gigas in Mexico.. Journal of Shellfish Research. 23(2): 417-419 Vásquez-Yeomans, R., A. M. García-Ortega y J. A. Cáceres-Martínez. (2010) Gill erosion and herpesvirus in Crassostrea gigas cultured in Baja California, México. Diseases of Aquatic Organisms. 89: 137-144 Cáceres-Martínez, J. A. y R. Vásquez -Yeomans. (2010) Presence of epibionts and herpesvirus in the lion-paw scallop Nodipecten subnodosus. En Aquaculture 2010 Del 01 al 05 de marzo. San Diego, California, Estados Unidos. World Aquaculture Society. Abstract. Chávez Romero, Y. A., J. A. Cáceres -Martínez, R. Vásquez -Yeomans y A. M. García -Ortega. (2011) Genetic characterization of ostreid herpesvirus associated with mortalities of pacific oyster Crassostrea gigas in northwestern México. En 2011 International Malacology Reunion Del 27 al 30 de junio. La Paz, Baja California Sur, México. Western Society of Malacologists. Abstract.

? Evidencias y validación Alteraciones histológicas 3 MET Lesiones 4 2 b Lesiones 4 2 Mortalidades 1 HIS PCR- secuenciación 6

Presencia del OsHV en Baja California Año Mes Localidad Estadio de desarrollo Mortalidad 2002 Agosto Bahía Falsa Juvenil Sin datos 2005 Sin estimar 2006 Abril San Quintín Semilla (20-30 mm) 2008 Septiembre Adulto (115-123 mm) No Noviembre Adulto (83-110 mm) 2009 Junio Bahía de Todos Santos Semilla (3 mm) 70% Julio Semilla (2-3 mm) 97% 40% Laguna Manuela Semilla (20-37 mm) 85-95% Juvenil (48-68 mm) Semilla (11-20 mm) Juvenil (26-52 mm) Semilla (5-10 mm) Semilla (5- 20 mm) Diciembre Juvenil (30-45 mm) 2010 Enero Semilla (15-25 mm) Marzo Guerrero Negro Semilla (25-35 mm) 50% 2011 Flupsy – Ensenada Semilla (2-5 mm) 100% Semilla (8-10 mm) 79% 2 -37 mm 73% (40-97%) Verano

Presencia del OsHV en Baja California Sur. AÑO MES LOCALIDAD ESTADIO DE DESARROLLO MORTALIDAD 2008 Noviembre Bahía Tortugas Juvenil (50-60 mm) No Juvenil (43-60 mm) Diciembre Juvenil (36- 52 mm) Sin estimar Juvenil (35-55 mm) 2009 Marzo Adulto (55-80 mm) Adulto (82-134) Abril Semilla (5-10 mm) 5 -55 mm.

Presencia del OsHV en Sonora. AÑO MES LOCALIDAD ESTADO DE DESARROLLO MORTALIDAD 2007 Enero El Riíto Adulto (74-90 mm) No Estero Morúa Adulto (82-113 mm) Marzo Bahía del Tobari Juvenil (36-55 mm) 80% Adulto (82-13 mm) Bahía de Kino Adulto (83-90 mm) Semilla (5-15 mm) 75% Mayo Adulto (80-100 mm) Noviembre Adulto (85-115 mm) 2008 Bahía San Jorge Adulto (65-92 mm) Juvenil (27-40 mm) 60-70% Semilla (15-20 mm) 70% 2009 Abril 100% Adulto (90-130 mm) 50% Adulto (85-105 mm) Sin estimar Estero Los Mélagos Semilla (10-15 mm) Estero La Cinita Juvenil (30-47 mm) 5-55 mm 80% (60-100%) Primavera

Presencia del OsHV en Sonora. AÑO MES LOCALIDAD ESTADO DE DESARROLLO MORTALIDAD 2011 Marzo Estero La Cina Juvenil (40-53 mm) Sin estimar Estero La Santa Cruz Juvenil (38-50 mm)

Presencia del OsHV en Sinaloa. AÑO MES LOCALIDAD ESTADO DE DESARROLLO MORTALIDAD 2005 Marzo Bahía de Altata Juvenil (30-47 mm) 70-80% Sinaloa Sinaloa 30 a 47 mm 75% (70-80%)

Cuatro o más variedades Mexicanas de OsHV-1 Comparte características con el OsHV-1 y el OsHV µ var Cuatro o más variedades Mexicanas de OsHV-1 100 pb 600 pb M 1 2 3 4 5 6 7 8 Detection of Oyster herpesvirus (OsHV) using PCR : M) 100bp Molecular marker (Invitrogen); Line 1) Positive control (Genomic viral DNA, 100 ng per reaction; Lines 2, 8) Negative control (sterile water). Lines 3 to 7 tissue samples. Tesis de Maestría de Yosef Amin Chávez Romero

¿Se mantiene en el ecosistema? Posible ciclo de acción viral en el ambiente Semilla No Si Zona de cultivo OSTIÓN portador sano ESTRÉS MORTALIDAD Resistencia MERCADO HERPESVIRUS ¿Infección? ¿Infectada? ¿Se mantiene en el ecosistema?

Triada de la enfermedad Estudio del hospedero Hospedero Tríada de la enfermedad NE Estudio del parásito-patógeno Estudio del ambiente Parásito Ambiente E INTERACCIÓN PARÁSITO-HOSPEDERO-AMBIENTE

Tétrada de la enfermedad Hospedero Ambiente NE Estudio: Parásito Manejo E INTERACCIÓN PARÁSITO-HOSPEDERO-AMBIENTE-MANEJO

RECOMENDACIONES Evitar la introducción de moluscos bivalvos provenientes de zonas con antecedentes de mortalidad asociadas al OsHV-1 y OsHV-1 µVar y evitar la exportación de organismos provenientes de zonas con antecedentes de mortalidad asociadas al OsHV-1 y OsHV-1 µVar hacia zonas libres de herpesvirus para evitar su propagación Después de la aparición del OsHV-1 µVar, nuevas variantes siguen emergiendo. El número de mutaciones depende del número de ciclos de replicación durante la fase infectiva del virus, por lo tanto, es sumamente importante controlar los eventos de mortalidad ya que estos favorecen la aparición de mutantes Exigir y presentar certificados de sanidad en la comercialización de moluscos bivalvos Vigilar el cumplimiento de las buenas prácticas de producción acuícola Evitar la introducción de especies exóticas sin un estudio previo de carga parasitaria Crear un programa de selección genética de organismos resistentes al OsHV-1 y OsHV µVar

Apoyo de: Dr. Miguel Ángel del Río Portilla (CICESE) Dra. Carmen Paniagua Chávez (CICESE) M.C. Mauricio García Ortega (ISA) Dr. Antonio Figueras (CSIC) Dr. Tristan Renault (IFREMER) Dra. Collen Burgen (Washington University) Dra. Carolyn Friedman (Washington University) Dr. James Moore (UC Davis) Tesistas: M.C. Yosef Amín Chávez Romero (CICESE) M.C. Jenniffer Villalva Vega (CICESE)

AGRADECIMIENTOS SUBNARGENA del CICESE

La investigación continua ¡Gracias!