REPTILES: Técnicas de:  Captura  Fijación  Identificación Integrantes: Hernández Sánchez José Pablo Barrios Caballero Aurelio T. Jiménez Jiménez Ulises.

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1 REPTILES: Técnicas de:  Captura  Fijación  Identificación Integrantes: Hernández Sánchez José Pablo Barrios Caballero Aurelio T. Jiménez Jiménez Ulises

2 Los reptiles son vertebrados con piel escamosa, seca, queratinizada y gruesa. La piel es mudada periódicamente. Algunas son netamente terrestres y otros pueden estar constantemente en el agua. Su respiración es únicamente vía pulmonar (Burnie, 2003). ¿Reptiles…?

3 Búsqueda: Recorridos y observación simple activa, diurna y nocturna Su avistamiento Varíamarcadamente con la temperatura ambiental

4 El tamaño de los organismos. Las características específicas del hábitat o del microhábitat. Captura: manual, ligas, lazos, redes o trampas, gancho herpetológico VARIANTES

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6 CAPTURA DIRECTA ▶ Depende de la tolerancia de la especie ▶ Su velocidad y tamaño ▶ Requiere habilidad y técnica

7 ▶ Los momentos más propicios son las primeras horas del día ▶ Zonas soleadas ▶ Por debajo de rocas, troncos y otros objetos donde se puedan esconder

8 ▶ Los momentos más propicios son las primeras horas del día ▶ Zonas soleadas ▶ Por debajo de rocas, troncos y otros objetos donde se puedan esconder 193001081998 Perturbar lo menos posible Durante la búsqueda

9 El uso de una lazada de cuerda delgada sujeta al extremo de una vara o de una caña de pescar es una técnica efectiva para atrapar por el cuello Herramientas

10 Los ganchos o bastones herpetológicos son de gran ayuda para la captura dereptiles  Removerobjetos  Evitaruna mordeduras  Evitar maltrataralos organismospor capturar. Herramientas

11 Manipulación

12 Se deposita en una bolsa de tela, introduciendo primero la parte posterior, el saco debe torcerse, doblarse y amarrarse en elextremo

13 19300108199 8 Las lagartijas también se pueden capturar por medio de ligas de hule gruesas Lanzándolas para golpearlas y producir una inmovilización temporal

14 193001081998 CAPTURA TRAMPAS Y BARRERAS DE DESVIO Ampliamenteutilizadasen inventariosdelaherpetofauna Recomendadas para la mayoría de los reptiles pequeños

15 TRAMPAS DE CAIDA 0,25m 0,50m 1,50m 0,20 a 0,40m de Ancho Profundidad Hacer fosos de diámetro y profundidad variable.  Se coloca un recipiente con una cubierta que lo proteja del agua de lluvia  Con orificios a los costados y en el fondo para facilitar el drenaje

16 TRAMPAS DE CAIDA Puede utilizarse un cebo Puede utilizarse formol al 10% Captura muerta z z

17 Suelen ser de numerosos materiales Entre más pequeños los recipientes mayor es la probabilidad de escape El tamaño está en función de los organismos que se buscan capturar

18 193001081998 TRAMPAS DE EMBUDO Trampa s elongad as (cilíndri cas) con embud os en uno o ambos extrem os animales puedan salir Funnel Trap Una vez adentro es difícil que los

19 Suelen utilizarse mayas metálicas

20 193001081998 BARRERAS DE DESVIO Barrera físicaque impide el libre tránsito de los animales que deambulan en un área dada Los animales son dirigidos a trampas de caída o de embudo

21 Elmaterial delabarrera puedeser: Lonadeplástico Láminade aluminioo galvanizada Enterradoenelsuelo10cm Conal menos50cm sobreél De no menos de 10m de longitud

22 Debe ser cerca de donde los reptiles buscan su dosis diaria de radiación Depende de:  Topografíadeláreade muestreo Localización

23 dela ser: Localización plástico Debe ser cerca de donde uminioo los reptiles buscan su dosis vanizada diaria de radiación 0cm Depende de: reél  Topografíadeláreade muestreo Desmontar las trampas Que no sean una barrera permanentepara losanimalesyse habitúenasu presencia Bajar la lona de plástico Tapar los botes a ras de suelo

24 193001081998 CAPTURA EN AMBIENTES ACUATICOS Tortuga capturada en una nasa Usadas de manera similar a las barreras de desvío que se usan en ambientes terrestres

25 ACUÁTICOS AMBIENTES CANASTAS O trampa de foso flotante

26 ACUÁTICOS AMBIENTES CANASTAS Útiles paratortugas dulceacuícolasquese asoleancon frecuencia.

27 Barrera Flotador Malla Anclaje  En humedales, arroyos, lagunas y orillas de ríos.  Pueden permanecer por varios días.  Requieren de ser revisadas por la mañana y tarde.

28 AMBIENTES ACUÁTICOS Trampa SUMERGIDA

29 19300108199 8 ACUÁTICOS AMBIENTES NASA TRAMPA TIPO Con uno o varios embudos en su interior (formando compartimentos).

30 TRAMPA TIPO NASA Pueden acoplarse con una red de desvío.

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32 Para organismos de mayor tamaño es necesario emplearunbastóndomadorconlazadadecable deaceroparacerrarel hocico del animal y poder manipularlo.

33 Registro: ficha de campo, fotografía, esquemas, base de datos.

34 Fijació n Lineamientos generales a realizar previamente, durante y al finalizar la curación de los ejemplares. 1. Al momento de ser aceptados los ejemplares para el proceso de curación, se les asignará un número de registro de entrada (por lote o por ejemplar, según sea el caso) para control interno de laboratorio. Este número deberá anotarse en la bitácora que corresponda, según el resguardo y proceso del ejemplar. 2. Los ejemplares aceptados que no entren en proceso de curación inmediatamente, serán depositados en el congelador (excepto los ejemplares que se encuentren en formol), y se deberá llenar la Bitácora de Contenido de Equipos de Refrigeración (F-CCBA-LZOO-09). 3. Todos los ejemplares deberán de portar la etiqueta de identificación (F-CCBA-LZOO- 12) durante todo el proceso de curación en seco o húmedo.

35 Fijació n 4. El proceso de curación de cada espécimen se realizará según el grupo al que pertenezca y lo indicado en éste manual. 5. Durante el proceso de curación se irán separando los especímenes según la especie (en caso de haber ingresado lotes) para su posterior identificación. 6. Los ejemplares en formol, deberán colocarse en el almacén de ejemplares en proceso de formol y reactivos durante el tiempo que se requiera esta etapa.

36 La preservación de los reptiles para una colección científica depende de la especie. Ciertos reptiles son venenosos, y por ello, se requiere extremar cuidados durante su manipulación. Fijació n 1.- Para matar un reptil con facilidad, se puede meter el ejemplar en una bolsa de plástico o en un recipiente hermético, donde se agrega un algodón impregnado de cloroformo o de éter. Para mayor seguridad cuando se trata de un reptil venenoso, una vez dormido con el cloroformo, se le inyecta una solución de nembutal al 10% (se recomienda directo al corazón).

37 Fijació n 2.- Una vez muerto, el ejemplar se fija con formol al 10% (ó 4%, dependiendo del tamaño del ejemplar), inyectándolo en la cavidad del cuerpo y en todos los tejidos y músculos blandos del animal, incluyendo la cola, hasta donde se pueda (Fig. 2). Figura 2. Puntos por donde inyectar al reptil 3.- Cuando se trata de un espécimen pequeño se debe mantener en una solución de formol al 6%, y los grandes en formol al 10%.

38 4.- Cuando todo el formol haya sido removido, se transfiere a alcohol (etílico al 70% o isopropílico al 50%), reemplazando la solución después de 24 horas. 5.- Cuando el ejemplar es de gran tamaño, se le realiza una abertura por el lado izquierdo ventral a fin de asegurar una perfecta fijación. Después de inyectarse y de permanecer en el fijador por dos o más días (hasta una semana), se prepara para su conservación final definitiva y almacenaje. Fijació n

39 Preparación 1.- Una vez muerto el ejemplar, se procede a realizar la incisión ventral, la incisión debe empezar en el ano, prologándola a través del abdomen (Fig. 3). Figura 3. Localización de la incisión ventral

40 2.- Se procede a separar la piel alrededor del cuerpo, separándola de la columna. Se puede comenzar desde la base de la cabeza hasta llegar a las extremidades anteriores y posteriores, respectivamente, a la altura de las articulaciones; o desde la cola. Preparación 3.- La piel de la cabeza, no se desprende, por lo que se corta y separa del resto del cuerpo. Aprovechando la abertura del orificio occipital se vacían los ojos, cerebro, musculatura y demás partes blandas.

41 Preparación 4.- Al llegar a las extremidades, se realiza una desarticulación, ya sea occipito-atloidea o la sacra-caudal. Se empieza a desfundar las patas, hasta la mitad del fémur, posteriormente se les desarticula. 5.- Se realiza el desfundado de las patas hasta la palma y plantas, seguidamente se descarna todo lo posible sin desarticular por completo. 6.- Se empieza con el desfundado de la cola hasta donde sea posible, luego se corta la sección de la columna caudal.

42 Preparación 7.- Una vez limpias las extremidades, se procede a limpiar la piel, cuidando de remover los residuos de carne que hayan permanecido adheridos a la piel. En la parte de la cabeza, solo debe quedar piel y el cráneo. Se utiliza el bórax para limpiar correctamente la piel. 8.- Se le puede aplicar una capa de jabón arsenical y se envuelve en un paño húmedo, mientras se prepara el armazón. 9.- El armazón se introduce a la piel y se procede a rellenar las patas con algodón y el cuerpo con aserrín, cuidando de replicar todos los pliegues naturales del animal.

43 Preparación 10. Finalmente se cose la incisión ventral y se dan los últimos retoques al moldeado.

44 Identificación:  Visual  con guías ilustradas  claves dicotómicas

45 Anatomía y morfometría básica en reptiles

46 Bibliografía  Dauner, E., 2002. El terrario fácil. Madrid, España: Editorial HISPANO EUROPEA.  Langton, T., 1997. Amphibians and Reptiles: Conservation Management of Species and Habitats. Alemania: Council of Europe.  Rivero, J. A., 1996. Amphibians and reptiles of Puerto Rico. Segunda ed. La Editorial, UPR.  Stebbins, R. C. & McGinnis, S. M., 2012. Field Guide to Amphibians and Reptiles of California: Revised Edition. University of California Press.  Tessaro, S. G. & González, C. L., 2011. Manual de Técnicas para el Estudio de la Fauna. Querétaro : Universidad Autónoma de Querétaro.