Observación de vectores. Estudios Parasitológicos Trabajo Práctico 2012 Observación de vectores. Estudios Parasitológicos Floridia Ricardo Ariel

Objetivos Reconocer los Hemípteros hematófagos basándose en la discriminación de características distintivas. Conocer y aplicar adecuadamente las técnicas de diagnóstico parasitológico.

Reconocimiento de Vectores Determinar que el insecto hallado es un posible vector de la enfermedad de Chagas – Mazza. Analizar el vector para tomar medidas sanitarias: Estudios parasitológicos Estudios seriados Búsqueda de vectores en la vivienda Vigilancia epidemiológica

Clasificación de vectores Reino Animalia Phylum Arthropoda Clase Insecta Orden Hemiptera Familia Reduviidae Subfamilia Triatominae Género: Triatoma, Panstrongylus, Rhodnius Especie: aproximadamente 140

Orden: Hemiptera Sus alas anteriores (o hemiélitros) están divididas en una mitad basal dura y una mitad distal membranosa.

Familia: Reduviidae Es una familia grande y cosmopolita de hemípteros. Comprende grupos de insectos hemipteros: fitófagos, depredadores, hematófagos Se alimentan mediante una proboscide que dependerá del tipo de alimento.

Subfamilia: Triatominae Son todas especies hematófagas Son grupo de insectos que se reconocen por poseer un aparato bucal recto y con tres segmentos. Su comportamiento hematófago le confiere su capacidad vectora y transmitir al parásito sanguíneo Trypanosoma cruzi. Los Triatominos poseen un ciclo de vida que va desde huevo hasta adulto, pasando por cinco estadios ninfales inmaduros sexualmente y carentes de alas.

Carácter hematófago

Los vectores: Son artrópodos hematófagos. Se distribuyen en América desde el paralelo 43° al Norte (Sur E.U.), hasta el paralelo 49° de latitud sur (Argentina), hasta una altitud de 2000 msnm. Aproximadamente 60 son infectantes, y 16 viven en Argentina. Se conocen con distintos nombres: Colombia : Pitos Brasil: Barbeiros, Mexico: Chinche hocicona, Chinche de Compostela, Besucona. Venezuela: Chipos Argentina: Chinche gaucha Perú: Chirimaya Paragüay: Chichá Ecuador a la Argentina: Vinchucas

Mapa de Triatominos en América

Rhodnius prolixus Triatoma infestans Triatoma patagónica Triatoma dimidiata Panstrongylus geniculatus Panstrongylus megistus Rhodnius pallescens Triatoma pallidipennis Triatoma sordida

Descripción general Cabeza: posee los órganos sensoriales Torax: están insertados los órganos locomotores Abdomen: están el aparato reproductor y las aberturas respiratorias.

Ciclo biológico Huevos 5 Estadíos ninfales Adulto El ciclo desde el huevo al adulto puede tardar entre 8 meses a un año Huevos 5 Estadíos ninfales Adulto

Huevos de triatominos La hembra pone hasta 200 huevos. Los deposita en lugares ocultos. El período de incubación depende de la temperatura ambiente, pero oscila entre 10 y 40 días. Miden de 2 a 3 mm, forma elíptica, operculados, de color blanco, cambian a rosado cuando se completa la evolución del embrión. Pueden observarse los ojos de los insectos dentro.

Los estadíos ninfales Antes de llegar a adulto debe pasar por los 5 estadios Las ninfas carecen de alas, ocelos y genitales. El primer estadio de ninfa puede medir 2mm. El insecto sufre metamorfosis periódicas dependiendo de la alimentación, temperatura y humedad. Los estadios 1, 2 y 3 pueden realizar la muda con una ingesta sanguínea completa, pero los estadios 4 y 5 normalmente requieren alimentarse más de una vez para mudar. Forma de alimentación: coprofagia, canibalismo, y de animales Muda del exoesqueleto: alimentación.

Insecto adulto Viven unos quince meses. El tamaño varía entre 1,5 cm y 3 cm de longitud, y entre 8 a 10 mm de ancho, según sexo, repleción y madurez ovular en la hembra. El color es variable según la especie(pardo oscura) con un reborde de bandas transversales que se alternan en colores pardos y claros. Su cuerpo es chato pero cuando se alimenta su abdomen se hincha

Insecto adulto Cabeza: alargada, fusiforme y termina en una proboscis recta que en reposo se dobla centralmente sobre el cuerpo y se extiende en el momento de la picadura. Ojos: un par compuestos que son globosos y prominentes por delante de los cuales emergen un par de antenas cuyo punto de implantación diferencia géneros. Un par de ojos menores, los óselos. Torax: es quitinoso y su segmento anterior tiene forma de escudo. Alas: son dobles y permanecen dobladas sobre el dorso. Las alas posteriores que se doblan debajo de las primeras son delgadas y membranosas, las anteriores tiene una parte dura y otra membranosa.

Aparato bucal Llamado proboscide o rostro, facilita la tarea de chupar sangre en los triatóminos. Posee tres segmentos y en el momento de picar se dobla y extiende. El rostro es una característica común y ancestral entre los hemípteros y puede ayudar a distinguir un hemiptero triatómino de uno no hematófago. Es largo en los hemípteros fitófagos Corto y curvo en los depredadores (entomófagos). En los hematófagos triatóminos es recto.

Fitófago Predador Hematófago

Triatoma sanguisugar

Predador

Triatoma spinolai

Predador

Chinche del algarrobo

Segmentos de la antena de un triatomino       Segmentos de la antena de un triatomino Los triatóminos poseen antenas de cuatro segmentos en ambos lados de la cabeza y frente a los ojos. La distancia relativa entre las antenas y los ojos permite determinar los géneros: Rhodnius, Triatoma y Panstrongylus.

Torax El pronoto, está dividido en un lóbulo anterior y otro posterior. Puede tener espinas y/o tubérculos de interés taxonómico. También es notorio que el mesonoto de los adultos esta reducido a un escutelo.

Abdomen El abdomen de los adultos esta compuesto de 11 segmentos. Los últimos segmentos conforman el sexo. El conectivo, es decir, la parte que bordea el abdomen, muestra un patrón de manchas que varia en color y formas según la especie. Las alas no siempre estan presentes (Ausente en Triatoma espinolai). Se pueden diferenciar machos y hembras en su último segmento: En los machos la terminación es redondeada En las hembras es triangular y sobresale del abdomen.

Triatoma boliviana Hembra Macho

Aparato digestivo Los triatóminos succionan sangre a través de la proboscide. La sangre ingerida pasa a la faringe, luego al esófago y se almacena en el estómago (95% simbiontes). La ingesta pasa al intestino delgado. En la parte anterior sufre un proceso de digestión, y en la posterior, un proceso de absorción. Finalmente, los restos de la ingesta, así como algunas bacterias simbiontes y parásitos tripanosómidos, son evacuados a través del recto.

Patógenos para los triatominos T. rangeli Blastocrithidia triatominae

Glándulas exocrinas Los triatóminos tienen cinco diferentes pares de glándulas que al igual que en otros reduvideos se encuentran en el tórax o en el abdomen: Glándulas metasternales Glándulas de Brindley Glándulas dérmicas Glándulas ventrales Glándulas abdominales. Las más estudiadas son las dos primeras, las cuales producen olores y sabores de beneficio para el insecto. Glándulas de Brindley: Segregan ácido isobutírico y otros ácidos carboxílicos, así como, alcoholes y esteres. Glándulas metasternales: en las hembras de R. prolixus, T. infestans y T. brasiliensis producen una feromona que atráe a los machos.

Homeostasis y excreción La excesiva ingesta de líquido implica un eventual desequilibrio fisiológico y vulnerabilidad frente a sus depredadores. El órgano esencial del sistema de homeostasis y excretor de los triatóminos lo constituyen los tubos de Malpighi. Los triatóminos convierten el amoníaco en ácido úrico. El ácido úrico es relativamente insoluble e inerte, por lo cual puede ser retenido en forma de cristales por largos períodos de tiempo. Los triatóminos utilizan menos agua para su síntesis, y lo excretan por el recto en forma de discos blanco amarillentos.

Alimentación Se alimenta, desde que nace hasta que muere, exclusivamente con sangre humana o de animal de sangre caliente. Se alimenta de noche, cuando su presa esta inmóvil por el sueño, despliega su trompa e inserta los estiletes bucales en la piel de la víctima. Como la picadura es indolora, el insecto dispone de tranquilidad para sorber la cantidad de sangre hasta llenarse. Como absorbe hasta que está repleta, es incapaz de volar. Por eso regresa caminando lenta y torpemente hasta su refugio habitual.

Resistencia al ayuno Tanto machos como hembras se alimentan de sangre en una cantidad que puede ser de 10 veces el peso de su cuerpo en ninfas 1, 2 y 3. En ninfas 4 - 5 y adulto toman de 4 a 5 veces el peso de su cuerpo. La resistencia al ayuno de este insecto es muy grande. Ninfas de estadios 1 al 4: de 2 a 3 meses de ayuno Ninfa de quinto estadío: hasta 6 meses de ayuno. Adulto: mas de 6 meses

Hábitos Durante el día están en el refugios y en la noche salen a alimentarse. Refugios domésticos y silvestres. El clima influye en la distribución y reproducción . Es común que se desprendan de los techos, haciendo al caer un ruido notorio que puede alertar sobre su presencia. Necesita aproximadamente 20 minutos para succionar la cantidad necesaria de sangre.

Agregación Los triatóminos, de hábitos nocturnos, se agregan especialmente al final de la noche; generalmente regresan a su refugio luego de chupar sangre y guiados por olores que ellos mismos han depositado allí. En el refugio consiguen aparearse, protección y condiciones de humedad y temperatura más favorables que en el exterior, de modo que allí permanecen durante el día; la mayor parte del tiempo en un estado de inmovilidad. Se ha observado que si bien el comportamiento de agregación es cíclico, este no parece estar regulado de manera endógena por un reloj circadiano.

Búsqueda de Triatominos En el peri-domicilio En el interior de la vivienda, cercana a la cama. Presencia de deyecciones en las paredes Identificación del insecto.

Estudios Parasitológicos

Búsqueda de Tripanosoma cruzi en insecto vector Identificar si se trata de un insecto de la subfamilia Triatominae (posible transmisor de la enfermedad de Chagas – Mazza Tomar el insecto con la pinza

Búsqueda de Tripanosoma cruzi en insecto vector Liberar el contenido intestinal. Con dos pinzas Precauciones. Guardapolvo, guantes, gafas y vidrio protector. Observar al microscopio a 40x

Búsqueda de Tripanosoma cruzi en insecto vector

Xenodiagnóstico Considerado el método de referencia Sensibilidad: formas agudas 85 al 100%, 80% en las congénitas y entre 20 al 50% en las crónicas. Las cajas están compuestas por ninfas de 3o a 4o estadio, con algunas semanas de ayuno y ávidas de alimentarse. Se colocan alrededor de 10 a 12 ninfas dentro de una caja, con una boca libre, cubierta con gasa; se utilizan 4 de estas cajas sobre la piel de los antebrazos.

Xenodiagnóstico Observar contenido intestinal entre los 30 a 60 o 90 días de la succión de sangre. Se busca tripomastigotes o epimastigotes en el contenido intestinal.

Método Strout Es el método de preferencia en la etapa aguda (hasta los 40 – 60 días post infección) Reconocer la movilidad de los parásitos entre los hematíes Se debe repetir en forma seriada (3 veces) También se utiliza para control de tratamiento Para informar un Strout como positivo debemos observar la movilidad del parásito. IMPORTANTE: observar recorriendo todos los campos (no menos de 45 minutos) y varios preparados

Suero Coag. 5-10 mL Sedimento Tº amb Sensibilidad 95% 600 rpm 2 min. Objetivos de 10x y 40x (45 minutos) Sensibilidad 95%

Medicina Vol 59 Supl III – 1999 De Rissio, AM; Maidana,CG; Martín García, MC y Ruiz, AM INP”Dr. Mario Fatala Chabén”  Micrométodo de Strout Se utiliza un tubo Eppendorf de 1,5 ml de capacidad al que se le agrega una gota de heparina más 0,5 ml de sangre venosa, se mezcla por inversión Centrifugar durante un minuto a 3000 rpm. Tomar una gota de la interfase, rica en glóbulos blancos, y se observa entre porta y cubreobjeto al microscopio con 400 aumentos. Deben observarse como mínimo 4 preparados. Sensibilidad similar al Strout Reducción de cantidad de sangre a extraer.

J Clin Microbiol. 1983 August; 18(2): 327-330 H Feilij, L Muller and S M Gonzalez Cappa Microhematocrito Para diagnóstico durante la etapa aguda o en los casos congénitos. Es importante extraer 6 tubos capilares (50 ul c/u) Sensibilidad semejante a strout Observar varios preparados con las consideraciones del strout Inconveniente: Bioseguridad

BIOSEGURIDAD Cortar Sensibilidad 90 a 95% Cerrar extremo con plastilina BIOSEGURIDAD Cortar 6 a 9 microhematocrito heparinizado 45 segundos a 5000 rpm Objetivos de 10x y 40x (45 minutos) Sensibilidad 90 a 95%

Gota fresca Método que se puede efectuar en la etapa aguda De fácil realización De baja sensibilidad Observar movilidad de los parásitos.

Sensibilidad 50% 100x / 400x 45 minutos Tripanosoma cruzi Aumentar irrigación gota de citrato al 2%) 100x / 400x 45 minutos Tripanosoma cruzi Sensibilidad 50%

Gota gruesa Método sencillo Baja sensibilidad Observar morfología del parásito

Sensibilidad 50% Colorear con Giemsa diluido (1/20) 30 minutos. Lavar y secar 1-2min Dejar secar Desfibrinar Colocar 1 a 3 gotas objetivo de 100x aceite Tripanosoma cruzi Sensibilidad 50%

Hemocultivo Consiste en sembrar una muestra de sangre en un medio de cultivo artificial y amplificar el número de parásitos. Como producto del cultivo se obtienen epimatigotes de T. cruzi. Es aplicable a la etapa aguda pero también en la crónica, en la cual disminuye en gran medida la sensibilidad. Requiere de un tiempo prolongado para obtener resultados. Se puede realizar una coloración (Giemsa) para visualizar el tripanosoma con mayor definición.

Sensibilidad: Agudo: 80 – 100% Crónica:40 – 60%

PCR para Chagas No está validad (solo para seguimiento de tratamiento) Tiene elevada sensibilidad (aún en etapa crónica) Falsos positivos y algunos falsos negativos. Selectivo para T. cruzi y T. rangeli Amplifica un fragmento de 330 pb del ADN k Mix p/1x30: 30ul H2O: 12,7 ul Buffer (10x) Taq: 3 ul MgCl2 (25mM): 3,6 ul dNTPs (5mM): 1,5 ul Primer 121 (50pmol/ml): 1,5 ul Primer 122 (50pmol/ml): 1,5 ul Taq (0,8ul/20ul): 1,2 ul TOTAL: 25 ul (1x25ul)   25ul mix + 5 ul (muestra)

PCR para Chagas

Bibliografía Manual de procedimientos de laboratorio para el diagnóstico de la Trypanosomiosis americana (enfermedad de Chagas). Serie de Normas Técnicas Nº 00. Lima, 2005 Fortalecimiento en la Enseñanza de la Enfermedad de Chagas Diagnóstico de Laboratorio Dra. Beatriz Basso* * Profesora, Servicio de Neonatologia, Cátedra de Pediatría y Neonatología. Facultad de Ciencias Médicas, Universidad Nacional de Córdoba Universidad Nacional de Córdoba Parasitosis regionales. Un estudio referido a las principales parasitosis de Bahía Blanca, Provincia de Buenos Aires, Argentina. Sixto Raúl Costamagna, Elena C. Visciarelli. Parasitosis Humanas. David Botero Marcos Restrepo. Tercera edición La enfermedad de Chagas. A la puerta de los 100 años del conocimiento de una endemia americana ancestral. Manual Práctico de Parasitología Médica. Dra. Nélida G. Saredi Clave pictórica de triatóminos (Hemiptera: Triatominae) de Venezuela. Ana Soto-Vivas. Boletín de Malariología y Salud Ambiental. Vol. XLIX, Nº 2, Agosto-Diciembre, 2009 Aspectos exocoriales de huevos de Triatoma patagonica Del Ponte, 1929 por microscopía electrónica de barrido Elena VisciarelliI; Adriana FerreroII; Sixto Raúl CostamagnaI. Departamento de Biología, Bioquímica y Farmacia, Universidad Nacional del Sur, San Juan 670, 8000 Bahía Blanca, Prov. de Buenos Aires, Argentina. E-mail: evisciar@criba.edu.ar ICátedra de Parasitología Clínica. IICátedra de Zoología de Invertebrados II Las especies de Triatominae de mayor adaptación al hombre, tratadas en este trabajo. Hipotesis sobre el desarrollo de la Trypanosomiasis Americana - Carpintero, D. J. y Viana, E.J. Buenos Aires, Argentina Alimentación y defecación en triatominos del género Rhodnius (Hemiptera: Reduviidae) alimentados con sangre humana. E. Aldana     E.Lizano     M.Rodríguez     A. Valderrama. Recibido  28-IV-2000.  Corregido  20-XI-2000.  Aceptado   20-XI-2000  Ecología de la enfermedad de Chagas, y su prevención y control en la Amazonia. Un enfoque de ecosalud. Roberto Bazzani, IDRC/CRDI; Roberto Salvatella, OPS/OMS La aerotermia como alternativa para el control de Triatoma infestans (Hemiptera, Reduviidae) resistentes a deltametrina. Alberto G. GentileI; José L. SartiniII; María C. CamposIII; Juan F. SánchezIV. ICoordinación de Gestión Epidemiológica, Ministerio de Salud Pública, Salta, Argentina Diagnóstico Molecular de la enfermedad de Chagas. Constança Britto. Laboratorio de Biología Molecular y Enfermedades Endémicas, Instituto Oswaldo Cruz, Fiocruz, 21040-900, Río de Janeiro, RJ, Brasil. Correo electrónico: cbritto@ioc.fiocruz.br Utilidad de la técnica de PCR. en el diagnóstico de la enfermedad de Chagas. Brusés, Bettina L. - Lucero, Horacio - Gorodner, Jorge O. Departamento de Biología Molecular - Instituto de Medicina Regional - UNNE.