La respiración aeróbica y la mitocondria

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1 La respiración aeróbica y la mitocondria
CAPÍTULO 5 La respiración aeróbica y la mitocondria

2 Imagen de inicio de capítulo.
Micrografía de un fibroblasto de mamífero fijado y teñido con anticuerpos fluorescentes que revela la distribución de las mitocondrias (verde) y los microtúbulos del citoesqueleto (rojo). Las mitocondrias se ven como una red extensa o retículo que ocupa gran parte de la célula. (Tomada de Michael P. Yaffe, University of California, San Diego. Reimpresa con autorizacion de Science 283:1493, 1999; c 1999, American Association for the Advancement of Science.) Imagen de inicio de capítulo.

3 (a) (b) (c) FIGURA 5-1 Mitocondrias.
(a) Fibroblasto vivo visto con un microscopio de fase de contraste. Las mitocondrias se ven como cuerpos oscuros alargados. (b) Micrografía electrónica de transmisión de un corte delgado a través de una mitocondria que revela la estructura interna del organelo, en particular las crestas membranosas de la membrana interna. (c) Localización de mitocondrias en la pieza central de un espermatozoide que rodea la porción proximal del flagelo. (a: cortesía de Norman K. Wessels; b: cortesía de K.R. Porter/Photo Researchers; c: Don W. Fawcett/Visuals Unlimited.)

4 FIGURA 5-2 Fusión y fisión mitocondriales.
La naturaleza dinámica de estos organelos queda capturada en los cuadros de esta película, que muestra una parte de un fibroblasto de ratón cuyas mitocondrias están marcadas con una proteína fluorescente. En los primeros tres cuadros, dos pares de mitocondrias (que se colorearon en forma artificial) se unen por los extremos y en seguida se fusionan. En los últimos tres cuadros, el producto de la fusión inferior experimenta fisión y las mitocondrias hijas se separan. (Tomada a partir de David C. Chan, Cell 125:1242, 2006M; con autorización de Cell Press.)

5 FIGURA 5-3 Estructura de una mitocondria.
(b) (a) FIGURA 5-3 Estructura de una mitocondria. (a) Micrografía electrónica de una mitocondria macerada que muestra la matriz interna rodeada por pliegues de la membrana interna. (b) Reconstrucción tridimensional de una mitocondria con base en una serie de micrografías tomadas con un microscopio electrónico de alto voltaje de un solo corte grueso de tejido adiposo pardo que se rotó en varios ángulos. Los instrumentos de alto voltaje aceleran los electrones hasta velocidades que les permiten penetrar cortes de tejido más gruesos (de hasta 15 μm). Esta técnica sugiere que las crestas se encuentran como hojas aplanadas (láminas) que se comunican con el espacio intermembranal mediante aberturas tubulares estrechas, en lugar de canales “amplios” como suele mostrarse. En esta reconstrucción, la membrana mitocondrial interna se muestra en azul en las regiones periféricas y en amarillo cuando penetra en la matriz para formar las crestas. (continúa…)

6 FIGURA 5-3 Estructura de una mitocondria. (Continuación)
… (c) Diagramas esquemáticos que ilustran la estructura interna tridimensional (arriba) y un corte delgado (abajo) de una mitocondria de tejido cardiaco bovino. (a: tomada de K. Tanaka y T. Naguro, Int. Rev. Cytol. 68:111, 1980; b: tomada de G.A. Perkins, et al., J. Bioen. Biomemb. 30:436, 1998.) (c)

7 FIGURA 5-4 Porinas. Las bacterias gramnegativas poseen una membrana externa que contiene lípidos fuera de la membrana plasmática como parte de su pared celular. Esta membrana externa tiene proteínas, llamadas porinas, que consisten en un barril de una hoja beta y forman una abertura a través de la cual pueden penetrar moléculas de tamaño moderado. Esta imagen muestra la proteína OmpW incrustada en la membrana externa de E. coli. La porina contiene un pequeño compuesto hidrófobo dentro de su conducto central. También se encuentran diversas porinas con canales de diferentes tamaños y selectividades en la membrana mitocondrial externa en las células eucariotas. (Tomada de Heedeok Hong et al., J. Biol. Chem. 281, portada de #11, 2006; por cortesía de Bert Van den Berg.)

8 FIGURA 5-5 Una revisión del metabolismo de los carbohidratos en las células eucariotas.
Las reacciones de la glucólisis generan piruvato y NADH en el citosol. En ausencia de oxígeno, el piruvato se reduce por acción del NADH hasta lactato (u otro producto de la fermentación, como etanol en las levaduras; véase la figura 3-29 para obtener los detalles). El NAD+ formado en esta reacción se reutiliza en la continuación de la glucólisis. En presencia de oxígeno, el piruvato se mueve hacia la matriz (algo que facilita un transportador de membrana), donde se descarboxila y se une con la coenzima A (CoA), una reacción que genera NADH. El NADH producido durante la glucólisis dona sus electrones de alta energía a un compuesto que cruza la membrana mitocondrial interna (como se muestra en la figura 5-9). El acetil-CoA pasa por el ciclo del TCA (como se muestra en la figura 5-7), con lo cual se generan NADH y FADH2. Los electrones de estas moléculas de NADH y FADH2 pasan por la cadena de transporte de electrones, que está formada por portadores incrustados en la membrana mitocondrial interna, hasta llegar al oxígeno molecular (O2). La energía liberada durante el transporte de electrones se usa en la formación de ATP mediante un proceso descrito con detalle más adelante en este capítulo. Si toda la energía del transporte de electrones se usara en la formación de ATP, podrían generarse cerca de 36 moléculas de ATP a partir de una sola molécula de glucosa.

9 FIGURA 5-6 Revisión de la glucólisis que muestra algunos de los pasos clave.
Éstos incluyen dos reacciones en las que se transfieren grupos fosfato de ATP al azúcar de seis carbonos para producir fructosa 1,6-difosfato (pasos 1, 3); la oxidación y fosforilación del gliceraldehído 3-fosfato generan 1,3-difosfoglicerato y NADH (paso 6); y la transferencia de grupos fosfato de los sustratos fosforilados de tres carbonos al ADP produce ATP mediante fosforilación del sustrato (pasos 7 y 10). Hay que recordar que se forman dos moléculas de gliceraldehído 3-fosfato por cada molécula de glucosa, por lo que las reacciones de la sexta a la décima que se muestran aquí ocurren dos veces por cada molécula de glucosa oxidada.

10 FIGURA 5-7 El ciclo del ácido tricarboxílico (TCA)
FIGURA 5-7 El ciclo del ácido tricarboxílico (TCA) también se llama ciclo de Krebs en honor del científico que lo formuló o bien ciclo del ácido cítrico por el primer compuesto que se forma en él. El ciclo comienza con la condensación de oxaloacetato (OAA) y acetil-CoA (reacción 12). Los carbonos de estos dos compuestos están marcados con números o letras. Los dos carbonos que se pierden durante el paso por el ciclo provienen del oxaloacetato. También se incluyen las energías libres estándar (en kcal/mol) y los nombres de las enzimas. Se retiran cinco pares de electrones de las moléculas de sustrato por acción de la piruvato deshidrogenasa y las enzimas del ciclo del TCA. Estos electrones de alta energía se transfieren al NAD+ o FAD y luego recorren la cadena de transporte de electrones para usarlos en la producción de ATP. Las reacciones que se muestran aquí comienzan con el número 11 porque la vía continúa a partir de la última reacción de la glucólisis (número 10 de la figura 5-6). FIGURA 5-7 El ciclo del ácido tricarboxílico (TCA)

11 FIGURA 5-8 Las vías catabólicas generan compuestos que ingresan al ciclo del TCA.
(a) Oxidación de ácidos grasos. El primer paso en la oxidación del ácido graso es su activación mediante la unión con el grupo tiol (—SH) de la coenzima A, lo cual ocurre después que el grupo acilo graso se transporta a través de la membrana mitocondrial interna unido con una proteína portadora (no se muestra). En la mitocondria, la molécula grasa de acil-CoA se somete a la degradación por pasos en la que acetil-CoA (mostrada en azul) se retira de la cadena de ácido graso con cada vuelta del ciclo. Además de la molécula de acetil-CoA que alimenta el ciclo del TCA, cada ronda del ácido graso en el ciclo produce un NADH y un FADH2. Al examinar esta serie de reacciones, resulta aparente porqué las grasas son una reserva tan rica de energía química. (b) Ingreso de aminoácidos al ciclo del TCA.

12 FIGURA 5-9 La lanzadera de glicerol fosfato.
En la lanzadera de glicerol fosfato, los electrones se transfieren de NADH al fosfato de dihidroxiacetona (DHAP) para formar glicerol 3-fosfato, que los lanza al interior de la mitocondria. Después, estos electrones reducen el FAD en la membrana mitocondrial interna, con lo que se forma FADH2, que puede transferir los electrones a un transportador de la cadena de transporte de electrones.

13 FIGURA 5-10 Resumen del proceso de la fosforilación oxidativa.
En el primer paso del proceso, los sustratos como el isocitrato y el succinato se oxidan (fig. 5-7) y los electrones se transfieren a las coenzimas NAD+ o FAD para formar NADH o FADH2. Después, estos electrones de alta energía se transfieren mediante una serie de transportadores de electrones de la cadena respiratoria. La energía liberada se usa para trasladar los protones de la matriz hacia el espacio intermembranal, con lo que se establece un gradiente electroquímico de protones a través de la membrana mitocondrial interna. En el paso 2, los protones se mueven a favor del gradiente electroquímico a través de un complejo sintetizador de ATP. La energía almacenada en el gradiente se usa para sintetizar ATP. Estos dos pasos esenciales de la fosforilación oxidativa forman la base del mecanismo quimiosmótico propuesto por Peter Mitchell en 1961.

14 FIGURA 5-11 Medición del potencial de oxidación-reducción (redox) estándar.
La semicélula de muestra contiene los miembros oxidado y reducido de la pareja, ambos en concentraciones de 1 M. La semicélula de referencia contiene una solución 1 M de H+ que está en equilibrio con el gas hidrógeno a 1 atm de presión. Se forma un circuito eléctrico mediante la conexión de las semicélulas con un voltímetro y un puente de sal. Si los electrones fluyen con preferencia de la semicélula muestra hacia la de referencia, el potencial redox estándar (E0) de la pareja muestra es negativo; si el flujo de electrones toma el sentido contrario, el potencial redox estándar de la pareja muestra es positivo. El puente de sal, consistente en solución saturada de KCl, suministra un trayecto para que los iones contrarios se muevan entre las semicélulas y mantengan la neutralidad eléctrica en los dos compartimientos.

15 PERSPECTIVA HUMANA FIGURA 1 Los músculos esqueléticos
PERSPECTIVA HUMANA FIGURA 1 Los músculos esqueléticos contienen una combinación de fibras de sacudida rápida (o tipo II) (teñidas de color oscuro) y fibras de sacudida lenta (o tipo I) (teñidas de color claro). (Cortesía de Duncan MacDougall.)

16 (a) (b) (c) FIGURA 5-12 Estructuras de las formas oxidada y reducida de tres tipos de portadores de electrones. ( a) FMN y deshidrogenasa de NADH; (b) el grupo hem del citocromo c; y (c) ubiquinona (coenzima Q). Los grupos hem de los diversos citocromos de la cadena transportadora de electrones difieren en las sustituciones en los anillos de porfirina (indicado por la sombra azul) y el tipo de enlace con la proteína. Los citocromos pueden aceptar sólo un electrón, mientras que FMN y las quinonas pueden aceptar dos electrones y dos protones en reacciones sucesivas, como se muestra. FAD difiere de FMN porque tiene un grupo adenosina unido con el fosfato.

17 FIGURA 5-13 Centros de hierro-azufre.
Estructura de un centro de hierro-azufre [2Fe-2S] (a) y uno [4Fe-4S] (b). Ambos tipos de centros de hierro-azufre se unen con proteínas mediante enlaces con un átomo de azufre (mostrado en naranja) de un residuo de cisteína. Los iones sulfuro inorgánicos (S2−) aparecen en amarillo. Ambos tipos de centros de hierro-azufre aceptan un solo electrón, cuya carga se distribuye entre los diversos átomos de hierro.

18 FIGURA 5-14 Disposición de varios portadores en la cadena transportadora de electrones.
El diagrama ilustra el potencial redox aproximado de los portadores y el declive de la energía libre cuando los pares de electrones se mueven a lo largo de la cadena respiratoria hasta el oxígeno molecular. Los numerosos centros de hierro-azufre no están indicados en esta figura para conservarla esquemática. Como se explica en la sección siguiente, cada una de las tres transferencias de electrones marcadas por flechas rojas aporta energía suficiente para mover protones a través de la membrana mitocondrial interna, lo que a su vez proporciona la energía necesaria para generar ATP a partir de ADP. (Tomada de A. L. Lehninger, Biochemistry, 2nd ed Worth Publishers, Nueva York.)

19 FIGURA 5-15 Uso experimental de los inhibidores para identificar la secuencia de los portadores en la cadena transportadora de electrones. En esta analogía hidráulica, el tratamiento de las mitocondrias con el inhibidor antimicina A deja a los portadores corriente arriba (NADH) del punto de inhibición en el estado reducido total y a los portadores corriente abajo (O2) en el estado oxidado completo. La comparación de los efectos de varios inhibidores reveló el orden de los portadores en la cadena. (Tomada de A.L. Lehninger, Biochemistry, 2nd ed. 1975, Worth Publishers, Nueva York.)

20 FIGURA 5-16 Trayecto de túneles de electrones para el complejo citocromo c-percitocromo oxidasa c de la levadura. El grupo hem del citocromo c es azul y el de la percitocromo oxidasa c (que no es un portador en la cadena mitocondrial de transporte de electrones, sino que proporciona un receptor análogo de electrones del cual se conoce la estructura cristal de alta resolución) es rojo. Existen varios trayectos definidos (amarillo) para el movimiento de electrones de un hem a otro. Cada uno de los trayectos transporta electrones por varios residuos de aminoácidos situados entre los grupos hem. (Puede señalarse que se han propuesto otros mecanismos de transferencia de electrones.) (De Jeffrey J. Regan y J.N. OnUQHic, tomada de David N. Beratan et al; reimpresa con autorización de Science 258:1741, © 1992, American Association for the Advancement of Science.)

21 (a) FIGURA 5-17 Cadena transportadora de electrones de la membrana mitocondrial interna. ( a) La cadena respiratoria consiste en cuatro complejos de portadores de electrones y dos portadores más (ubiquinona y citocromo c) que se disponen de manera independiente. Los electrones entran a la cadena a partir de NADH (mediante el complejo I) o FADH2 (una parte del complejo II). Los electrones pasan del complejo I o II a la ubiquinona (UQ), la cual existe como una reserva dentro de la bicapa de lípidos. Luego, los electrones pasan de la ubiquinona reducida (ubiquinol) al complejo III y después al citocromo c proteico periférico, que al parecer es móvil. Los electrones se transfieren del citocromo c al complejo IV (citocromo oxidasa) y después al O2 para formar H2O. Se indican los sitios de translocación de protones de la matriz al lado citosólico. El número preciso de protones translocados a cada sitio aún es motivo de controversia; el número indicado es un consenso general. Hay que tener presente que las cantidades de protones que se muestran son las generadas por cada par de electrones transportados, suficientes para reducir sólo la mitad de una molécula de O2. (La translocación de protones por el complejo III ocurre mediante un ciclo Q. El ciclo Q puede dividirse en dos pasos, cada uno de los cuales conduce a la liberación de dos protones hacia el lado citosólico.) (continúa…)

22 (b) FIGURA 5-17 Cadena transportadora de electrones de la membrana mitocondrial interna. (Continuación) … (b) Estructuras de los componentes proteicos de la cadena transportadora de electrones (versiones mitocondrial o bacteriana). Aún se desconoce la estructura terciaria del complejo I, pero se indica su forma general. (b: tomada de Brian E. Schultz y Sunney I. Chan, reimpresa con autorización de An Rev Biop Biomol Struc, vol. 30. © 2001, Annual Reviews, Inc.)

23 FIGURA 5-18 Demostración experimental de que la citocromo oxidasa es una bomba de protones.
Cuando la citocromo oxidasa purificada se incorpora en la bicapa artificial de un liposoma, el medio se acidifica después de la adición de citocromo c reducido. Esto indica que cuando los electrones se transfieren del citocromo c a la citocromo oxidasa y el O2 se reduce hasta agua, los protones se trasladan del compartimiento dentro de la vesícula al medio externo. Mårten Wikström y sus colegas realizaron este experimento por primera vez en el decenio de (Reimpresa con autorización de M.I. Verkhovsky, et al. Nature 400:481, © 1999, Macmillan Magazines Limited.)

24 FIGURA 5-19 Mecanismo de acción de la citocromo oxidasa.
Modelo que muestra el flujo de electrones por los cuatro centros redox de la citocromo oxidasa. Los átomos de hierro se muestran como esferas rojas, los de cobre como esferas amarillas. Se cree que los electrones pasan uno a la vez del citocromo c al centro dimérico de cobre (CuA), luego al grupo hem del citocromo a, después al centro redox binuclear formado por un segundo hierro (del grupo hem del citocromo a3) y un ion cobre (CuB). Se indican las estructuras y las orientaciones sugeridas de los centros redox. (Tomada de M. Wikström, et al., Biochim Biophys Acta 1459:515, 2000.)

25 FIGURA 5-20 Visualización de la fuerza motriz de protones.
Micrografía fluorescente de una célula cultivada teñida con el compuesto fluorescente catiónico rodamina. Cuando la célula está activa, el voltaje generado a través de la membrana interna (interior negativo) da lugar a la acumulación de la sustancia liposoluble dentro de las mitocondrias, lo que hace que estos organelos emitan fluorescencia. (Tomada de L. V. Johnson, et al., J. Cell Biol. 88:528, 1981, cortesía de Lan Bo Chen, con autorización del titular del copyright, The Rockefeller University Press.)

26 FIGURA 5-21 Mecanismos para la síntesis del ATP.
Micrografía electrónica de una pequeña porción de una mitocondria de corazón bovino secada al aire y con tinción negativa. En las magnificaciones cercanas a medio millón se ven partículas esféricas (flecha) unidas mediante un tallo delgado a la superficie interna de las membranas de las crestas. (Tomada de Humberto Fernandez-Moran, et al. J Cell Biol 22:71, 1964; con autorización de los derechos reservados de Rockefeller University Press.)

27 FIGURA 5-22 Un experimento para impulsar la formación de ATP en las vesículas de membrana reconstituidas con la ATP-asa de Na+/K+. Al hacer que estas vesículas tengan una concentración interna muy alta de K+ y concentración externa muy elevada de Na+, se favorece que la reacción funcione en sentido contrario al que ocurre en condiciones normales en la membrana plasmática. En el proceso se forma ATP a partir de ADP y Pi. El tamaño de las letras indica la dirección de los gradientes de concentración.

28 FIGURA 5-23 Estructura de la ATP sintasa.
(a) Representación esquemática de la ATP sintasa bacteriana. La enzima consiste en dos porciones principales llamadas F1 y F0. La cabeza F1 pose cinco subunidades diferentes en proporciones de 3α:3β:1δ:1γ:1ϵ. Las subunidades alfa y beta se organizan en un círculo para formar la cabeza esférica de la partícula; la subunidad gamma discurre por el centro de la ATP sintasa, desde la punta de F1 hasta F0 para formar el tallo central; la subunidad épsilon ayuda a unir la subunidad gamma con la base F0. La base F0, que está incrustada en la membrana, tiene tres subunidades diferentes con una proporción aparente 1a:2b:10-14c. Como se explica más adelante: se piensa que las subunidades c forman un anillo giratorio dentro de la membrana; las subunidades b pares de la base F0 y la subunidad delta de la cabeza F1 forman un tallo periférico que sujeta las subunidades α/β en una posición fija y la subunidad a contiene el canal de protones que permite que éstos crucen la membrana. La enzima de los mamíferos incluye siete a nueve pequeñas subunidades más cuyas funciones aún se desconocen. (ccontinúa…) (a)

29 FIGURA 5-23 Estructura de la ATP sintasa. (Continuación)
… (b) Estructura tridimensional de la ATP sintasa bacteriana. Esta imagen está compuesta de varias estructuras parciales de la enzima de diversos organismos. (b: tomada de Wolfgang Junge and Nathan Nelson, reimpresa con autorización de Science 308:643, Copyright 2005, American Association for the Advancement of Science.) (b)

30 FIGURA 5-24 Visualización del anillo c oligomérico de la ATP sintasa de un cloroplasto.
Microscopia con fuerza atómica de un “campo” de anillos c aislados de las sintasas de ATP del cloroplasto y reconstituidos como estructura bidimensional dentro de una bicapa lipídica artificial. Existen anillos de dos diámetros diferentes en el campo, tal vez porque los oligómeros se encuentran en las dos orientaciones posibles dentro de la “membrana artificial” (recuadro). La vista de mayor resolución de uno de los anillos muestra que está formado por 14 subunidades. (Reimpresa con autorización de Holger Seelert, et al., cortesía de Daniel J. Müller y Andreas Engel, Nature 405:419, © 2000, Macmillan Magazines Limited.)

31 (a) (b) FIGURA Formación de ATP en experimentos con partículas submitocondriales. (a) Micrografía electrónica de partículas submitocondriales que son fragmentos de la membrana mitocondrial interna y se volvieron vesículas cerradas con las esferas F1 sobresalientes hacia el medio. (b) Esbozo de un experimento que muestra que las partículas submitocondriales intactas son capaces de realizar la oxidación de sustrato, la formación de un gradiente de protones (indicado por la separación de cargas a través de la membrana) y la formación de ATP. En contraste, las partículas submitocondriales que carecen de cabezas F1, las cuales se eliminan mediante el tratamiento con urea, son capaces de oxidar el sustrato, pero no pueden mantener un gradiente de protones (indicado por la falta de separación de carga) y por tanto son incapaces de formar ATP. (a: cortesía de Efraim Racker.)

32 FIGURA 5-26 Base estructural de la conformación del sitio catalítico.
(a) Un corte a través de la cabeza F1 muestra la organización espacial de sus tres subunidades. La subunidad gamma se construye con dos hélices alfa extendidas entrelazadas para formar un rollo enrollado. Este tallo helicoidal se proyecta hacia la cavidad central de F1 y entre las subunidades alfa y beta de cada lado. La conformación del sitio catalítico de la subunidad beta (mostrada a la izquierda) depende de su contacto con la subunidad gamma. (b) Una vista superior de la cabeza F1 muestra la disposición de las seis subunidades alfa y beta (ilustradas en rojo y amarillo) alrededor de la subunidad gamma asimétrica (mostrada en azul). La subunidad gamma está en posición para rotar en relación con las subunidades que la rodean. También es evidente que la subunidad gamma hace contacto de diferente forma con cada una de las tres subunidades beta, lo que induce a cada una de ellas a adoptar una conformación diferente. βE corresponde a la conformación O, βTP a la conformación L y βDP a la conformación T. (Reimpresa con autorización de J. P. Abrahams, et al., cortesía de John E. Walker, Nature 370:624, 627, © 1994, Macmillan Magazines Limited.)

33 FIGURA 5-27 Mecanismo de cambio de unión para la síntesis de ATP.
(a) Representación esquemática que muestra los cambios en un solo sitio catalítico durante un ciclo de catálisis. Al principio del ciclo, el sitio está en su conformación abierta (O) y los sustratos ADP y Pi entran al sitio. En el paso 1, el movimiento de protones por la membrana induce un cambio a la conformación laxa (L) en la que los sustratos se unen con soltura. En el paso 2, el movimiento de protones adicionales induce un cambio a la conformación ajustada (T), en la que es mayor la afinidad por los sustratos, lo que hace que éstos se unan con fuerza al sitio catalítico. En el paso 3, el ADP y Pi unidos con firmeza se condensan en forma espontánea para formar una molécula de ATP unida con intensidad; no se requiere ningún cambio de la conformación para este paso. En el paso 4, el movimiento de protones adicionales induce un cambio hacia la conformación abierta (O), en la que la afinidad por ATP disminuye de forma notable y permite la liberación del producto. Una vez que el ATP se separa, el sitio catalítico queda disponible para la unión con sustrato y se repite el ciclo. (b) Esquema que muestra los cambios en los tres sitios catalíticos de la enzima al mismo tiempo. El movimiento de protones por la porción F0 de la enzima causa la rotación de la subunidad gamma asimétrica, la cual presenta tres caras diferentes a las subunidades catalíticas. A medida que la subunidad gamma gira, provoca cambios en la conformación del sitio catalítico de las subunidades beta, lo que hace que el sitio catalítico pase de manera sucesiva por las conformaciones T, O y L.

34 FIGURA 5-28 Observación directa de la catálisis rotatoria.
(a) Para realizar el experimento se preparó una versión modificada de una porción de la ATP sintasa consistente en α3β3γ. Cada subunidad beta se modificó para contener 10 residuos de histidina en su extremo N, un sitio localizado en la cara externa (matriz) de la cabeza F1. Las cadenas laterales de la histidina tienen gran afinidad por una sustancia (Ni-NTA) que se utilizó para cubrir el cubreobjetos. La subunidad gamma se modificó mediante sustitución de uno de los residuos de serina cercanos al extremo del tallo por un residuo de cisteína, lo cual suministró un medio para unir el filamento de actina con marca fluorescente. En presencia de ATP se observó que el filamento de actina se mueve en sentido levógiro (cuando se ve desde el lado de la membrana). Cuando las concentraciones de ATP son bajas, se pudo advertir que los filamentos de actina giran en pasos de 120°. (b) Una secuencia de cuatro cuadros del video de un filamento rotatorio de actina. (Reimpresa con autorización de H. Noji, et al., cortesía de Masasuke Yoshida, Nature 386:300, © 1997, Macmillan Magazines Limited.) (a) (b)

35 FIGURA 5-29 Modelo en el cual se une la difusión de protones con la rotación del anillo c del complejo F0. Como se explica en el texto, en este modelo se propuso que cada protón del espacio intermembranal entra a un semicanal dentro de la subunidad a y luego se une con un residuo de ácido aspártico (Asp61 en E. coli) accesible en una de las subunidades c. La unión con protones induce un cambio en la conformación que hace que el anillo se mueva unos 30°. El protón unido se transporta un círculo completo por la rotación del anillo c y luego se libera en un segundo semicanal que se abre hacia la matriz. Una sucesión de protones que impulsen esta actividad hacen que el anillo c gire en sentido levógiro, como se muestra.

36 FIGURA 5-30 Resumen de las principales actividades durante la respiración aeróbica en una mitocondria.

37 FIGURA 5-31 Estructura y función de los peroxisomas.
(b) (a) FIGURA 5-31 Estructura y función de los peroxisomas. (a) Micrografía electrónica de un corte de célula hepática de rata que se había teñido para mostrar catalasa, una enzima localizada en los peroxisomas. Nótese la relación estrecha entre los peroxisomas teñidos de color oscuro y las mitocondrias. En la figura 6-23 se muestra la micrografía electrónica de un peroxisoma dentro de una célula vegetal. Una barra equivale a 250 nm. (b) Los peroxisomas contienen enzimas que realizan la reducción en dos pasos del oxígeno molecular hasta agua. En el primer paso, una oxidasa retira electrones de diversos sustratos (RH2), como el ácido úrico o aminoácidos. En el segundo paso, la enzima catalasa convierte en agua el peróxido de hidrógeno formado en el primer paso. (a: tomada de Michael Schrader y Yisang Yoon, Bioess. 29:1106, Copyright © 2007, John Wiley & Sons, Inc. Reimpresa con autorización de John Wiley & Sons.)

38 FIGURA 5-32 Localización del glioxisoma dentro de las plantas de semillero.
Micrografía óptica de un corte a través de los cotiledones de semillas de algodón empapadas. Los glioxisomas, que se ven como pequeñas estructuras oscuras (flecha), se hicieron visibles mediante tinción citoquímica para la enzima catalasa. (Tomada de Kent D. Chapman y Richard N. Trelease. J Cell Biol 115:998, Con autorización de los derechos reservados de Rockefeller University Press.)

39 (a) (b) PERSPECTIVA HUMANA FIGURA 1 Anormalidades mitocondriales en músculo esquelético. (a) Fibras rojas deshilachadas. Estas fibras musculares degeneradas provienen de la biopsia de un paciente y muestran acumulaciones de “manchas” rojas justo debajo de la membrana plasmática de la célula, que se deben a la proliferación anormal de las mitocondrias. (b) Micrografía electrónica que muestra inclusiones cristalinas dentro de la matriz mitocondrial de las células de un sujeto con mitocondrias anormales. (a: cortesía de Donald R. Johns; b: tomada de John A. Morgan-Hughes y D.N. Landon, en Myology, 2nd ed. A.G. Engel y C. Franzini-Armstrong (eds.), McGraw-Hill, 1994.)

40 PERSPECTIVA HUMANA FIGURA 2 Fenotipo de envejecimiento prematuro causado por aumento de la frecuencia de mutaciones en el mtDNA. La fotografía muestra un ratón normal de 13 meses de edad y su hermano de la misma camada “viejo”, cuyo DNA mitocondrial alberga un número anormalmente alto de mutaciones. Este fenotipo de envejecimiento prematuro fue causado por una mutación en el gen nuclear que codifica la DNA polimerasa causante de la duplicación del mtDNA. (Cortesía de Jeff Miller, University of Wisconsin-Madison, proporcionada por G.C. Kujoth.)