Pruebas Bioquímicas Conjunto de pruebas que ponen de manifiestos las características bioquímicas de las bacterias permitiendo identificar géneros y especies.

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1 Pruebas Bioquímicas Conjunto de pruebas que ponen de manifiestos las características bioquímicas de las bacterias permitiendo identificar géneros y especies. La identificación primaria de las bacterias consiste en la determinación de su morfología microscópica (GRAM y forma) y la morfología macroscópica o colonial. En este punto somos capaces de poder identificar el género bacteriano, pero recordemos que el reporte final del aislamiento de una bacteria patógena siempre debe incluir la especie. Las pruebas bioquímicas nos permiten reconocer especies bacterianas. La selección de las pruebas bioquímicas a utilizar dependerá del tipo de bacterias aislada, en el caso de los GRAM positivos la aplicación de tres pruebas pueden resultar suficientes en la identificación de algunas cepas de estafilococos, mientras que para los GRAM negativos se requiere un número mayor de pruebas para identificar una enterobacteria al nivel de especie.

2 Prueba de la Oxidasa El objetivo de la prueba “Oxidasa” es buscar la presencia de la enzima Citocromo C oxidasa. Se trata de un enzima que oxida el citocromo C de la cadenatransportadora de e-. Este se detecta utilizando el tetra para fenilendiamina: el reactivo de oxidasa contiene este compuesto que va a ser oxidado por la citocromo C oxidasa. En estado reducido es incolora, pero cuando se oxida vira a púrpura. Esta prueba da como resultado la presencia de E. coli (-) P. aeruginosa(+)

3 Procedimiento Con un pequeño papel de filtro añadimos reactivo de Kovacs, lo impregnamos y a partir del tubo con la bacteria problema tomamos un poco con el asa de platino y ponemos en el papel. Tras unos 30 segundos, observamos si ha ocurrido algún cambio. Las bacterias que dan positivo a esta prueba tienen generalmente un ciclo respiratorio oxidativo. Se considera positiva esta prueba cuando toma un color púrpura la muestra.

4 PRUEBA DE LA CUAGULASA. *Principio._ Se basa en la capacidad de las bacterias de coagular el plasma por efecto de la enzima coagulasa. Se utiliza de manera especifica para identificar especies dentro del grupo de los staphylococcus: *Staphyñococcus subesp. Anaerobious, S. aureus subesp. Aureus, S. Schleiferi subesp. Schleiferi coagulans, todos son positivos para la estafilocoagulasa (coagulasa libre, prueba en tubo). *S. aureus subesp. aureus, S. lugdunensis y S. schleiferi subesp. schleiferi todos son positivos para el factor de agregacion (coagulasa ligada, prueba en portaobjetos). Un resultado positivo de la prueba de coagulasa constituye un diagnostico definitivo para la identificacion de S. aureus y con frecuencia se utiliza para indicar la virulencia o patogenicidad.

5 BIOQUIMICA La estafilocoagulasa es excretada al medio extracelular por el S. aureus),es relativamente estable al calor y se inactiva con facilidad por las enzimas proteolíticas (proteasas). In vitro, la coagulasa aumenta la velocidad de coagulación, del plasma, lo que produce la formación de un coagulo de fibrina. La coagulasa ligada se detecta en la prueba en portaobjetos, la prueba de agregación del plasma. La coagulasa ligada o el factor de agregación (CF) es responsable de la absorción del fibrinógeno y lo altera del modo tal que precipita sobre los estafilococos y causa la agregación de estos, lo que produce la aglutinación rápida de las células. El factor de agregación convierte el fibrinógeno en fibrina de manera directa. Coagulasa libre._ la prueba de la coagulasa en tubo detecta ambas coagulasas, la libre y la ligada, siendo la única distinción entre ambas la antigénica. La coagulasa libre extracelular reacciona con una sustancia en el plasma denominado factor de agregación de la coagulasa (CRF), una sustancia termoestable similar a la trombina. Este complejo reacciona de manera indirecta convirtiendo el fibrinógeno en fibrina. La diferencia principal es que el CRF que reacciona con la coagulasa no requiere iones de calcio para formar un coagulo y es insensible a la heparina.

6 Interpertacion Procedimiento en portaobjeto POSITIVO (+)
Marcada agregacion dentro de los 5-20 seg. S. aureus cepa virulenta Positivo Tardio Cualquier agrefacion o granulacion despues de 20 seg y hasta 1 mnuto S. Aureus cepa virulenta Dudoso Cualquier granulacion despues de 1 minuto Repetir si el resultado es identico, confirmar por prueba en tubo antes de informar el resultado Negativo (-) Sin cambios; la suspension permanece homogénea Confirmar por prueba de tubo antes de informar el resultado S. epidermis, S. saprphyticus u otro microorganismo

7 Negativo (-) Procedimiento en tubo
Fomacion de coagulo o filamentos de fibrina separados Completo: Coagulo en todo el tubo Parcial: El cuagulo no se extiende a todo lo largo de la columna liquida. Cualquier grado de coagulacion es considerado positivo Negativo (-) Ausencia de formacion del coagulo, la suspension permanece homogenea (igual que el tubo inoculado) S. espidermis, S. saprophyticus u otro microorganismo

8 PRUEBAS DE CATALASA Y PEROXIDASA.
Principio de esta prueba es probar la presencia de las enzimas catalasa y peroxidasa. *Estas enzimas son considerada “hidroperoxidasas”. *El centro activo de la catalasa son un tipo de proteínas hemo denominadas citocromos. *El H2O2 (peróxido de hidrogeno) si se acumula es toxico para las bacterias y produce su muerte. La catalasa puede descomponer el peróxido de hidrogeno u oxidar sustratos secundarios pero no tiene acción contra otros peróxidos. *La descomposición del H2O2 solo puede darse por la presencia de dos enzimas la catalasa y la peroxidasa. Para la descomposición catalítica esta involucrada la reducción del hierro trivalente, a su forma reducida el hierro bivalente, y la reoxidación de este ultimo a oxigeno. La catalasa puede funcionar de dos modos distintos: En el catabolismo del peróxido de oxigeno o en la oxidación peroxidativa de pequeños sustratos como el alcohol etilico, el alcohol metilico, o el mercurio elemental.

9 1)La prueba de la catalasa es utilizada para diferenciar principalmente entre los géneros:
*Streptococcus (-) entre los Micrococcus (+) o de sthaphylococcus (V+) *Bacillus (+) de los Clostridium (V-) *Listeria Monocytogenes (+), especies de Kurthia (+), Corynebacterium (+) de otros Microorganismos que pueden ser similares desde el punto de vista morfologico por ejemplo: Especies de Lactobacillus (V-), especies de Enterococcus (V-) y Streptococcus del grupo B (-). 2)La diferenciación de especies de microorganismos: *Gram Positivos por ejemplo: Aerococcus Urinae (+) de Aerococcus Viridans (-) *Gram Negativos por ejemplo: Moraxella Bovis (variable) y especies de Kingella (-) de otras especies de Moraxella (+)

10 PRUEBA DE LA CATALASA Para esta prueba los reactivos que se utilizan son: *Peróxido de Hidrogeno al 30% *Buffer fosfato M/15, pH 7.0 *Tween 80, 10% Algunos procedimientos para las pruebas de catalasa rutinaria a temperatura ambiente (22-25 °C) El primero es el método en portaobjetos, este es el mas recomendable El otro consiste es el método en tubo. También existen las pruebas de catalasa para la diferenciación de Mycobacterium. Para esta prueba existen tres métodos: Prueba de la mancha (método de la gota) Prueba semicuantitativa Prueba de la catalasa termoestable

11 PRUEBA DE LA CATALASA INTERPRETACION
*Prueba coagulasa rutinaria: 1._Positivo (+), burbujeo inmediato, observado con facilidad: formación de O2 2._Negativa (-), ausencia de burbujas, ausencia de O2 *Pruebas de catalasa para mico bacterias: 1._ prueba de la mancha: positivo (+), aparición de burbujas alrededor de las colonias dentro de 4-5 seg. Algunas colonias pueden ser positivas y otras negativas. Rápido: fuertemente positivo (+) Lento: positivo débil (+) 2._ prueba semicuantitativa: medicion de altura de columna de burbujas >45-50 mm. fuertemente positivo (+) 20-50 mm. positivo debil (+) a positivo (+) < 20mm. negativo (-) 3._ Catalasa termoestable._ observar el burbujeo inmediato (liberacion de gas), los tubos negativos deberan de mantenerse 20 min. para poder ser reportados como negativos, verificar de manera cuidadosa ya que unas cuantas burbujas da resultado positivo.

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13 PRUEBA DE CITRATO Principio
La prueba de citrato se utiliza para determinar si un microorganismo es capaz de utilizar el citrato como única fuente de carbono para el metabolismo y el crecimiento con alcalinidad resultante. Objetivo Ayuda a diferenciar entre géneros, en especial entre los miembros de la familia Enterobacteriaceae , de microorganismos Gramnegativos relacionados y de bacterias no fermentadoras. Escherichia coli, por lo general (-) y especies de Shigella (-) Edwardsiella (-) de Salmonella (por lo general +) Serratia proteamaculans (+) de Yersinia Pseudotuberculosis (-) y Yersinia enterocolitica ( por lo general -) Proteus Klebsiella-Enterobacter (por lo genreal +) de E.coli (por lo general -)

14 Medio utilizado Interpretación Positivo (+) Negativo(-)
Ayuda a la diferenciacion de especies Leminorella grimontii (+) de Leminorella richardi (-) Acidovorax delafieldii (+) de A. facilis (-) y A. temperans (-) Medio utilizado Citrato de Simmons Interpretación Positivo (+): Crecimiento con un intenso color azul en el pico de la flauta Negativo (-): Ausencia de crecimiento y ningún cambio en el color (verde) Positivo (+) Negativo(-)

15 PRUEBA DE UREASA Principio: Objetivo:
Determinar la capacidad de un microorganismo de hidrolizar la urea en dos moléculas de amoníaco por la acción de la enzima ureasa, con la resultante alcalinidad. Objetivo: Desde un principio esta actividad enzimática fue característica de todas las especies Proteus y se le utilizó sobre todo para diferenciar los microorganismos Proteus rápidamente, ureasa positivos de otros miembros de la familia Enterobacteriaceae; los otros géneros pueden dar una reacción positiva tardía Ayuda a la diferenciacion de especies: Enterobacter dissolvens (+), E. gergoviae (+), E. hormaechae, ( V. por lo común +) E. cloacae (V) de otras especies de Enterobacter (-) Ayudar a la identificacion de Vibrio Parahaemolyticus ureasa variable, por lo común + Helicobacter cinaedi rápidamente ureasa + Especies de Mycobacterium (V) Especies de Cryptococcus (levaduras) (+, 1-2 dias)

16 Bioquímica Medio utilizado Urea de Christensen
La urea es hidrolizada por una enzima llamada ureasa para dar dos moléculas de amoníaco. La ureasa es una importante enzima relacionada con la descomposición de los compuestos orgánicos. Medio utilizado Urea de Christensen Se utiliza para detectar la actividad de ureasa por todos los microorganismos Proteus rápidamente ureasa positivos. Las especies de Enterobacter pueden utilizar la urea como única fuente de nitrógeno. El medio de Christensen elimina la necesidad de que un microorganismo utilice el amoniaco como su única fuente de nitrógeno y permite la detección de la hidrólisis de la urea por otros miembros de la familia Enterobacteriaceae cuya actividad de ureasa es leve y tardía . La velocidad de la hidrólisis de la urea diferencia los microorganismos de la subfamilia Proteeae que producen ureasa ráìdamente , los microorganismos ureasa positivo tardíos como las especies de Klebsiella o de Enterobacter varían en su velocidad de hidrólisis de la urea.

17 Interpretación Positivo (+): Color rosa-rojo (rojo-violeta) intenso en el pico de flauta. El color puede penetrar en el interior del agar; la extensión del color indica la velocidad de la hidrólisis de la urea Grado de la hidrólisis 4+; todo el tubo rosa- rojo 2+; pico de flauta rosa, fondo sin cambios. + débil; la parte superior del pico de la flauta rosa, el resto sin cambios. Positivo rápido: 1-6 horas para todos los microorganismos Proteeae positivos. Positivo tardío: 24 horas a 6 días de incubacion (Klebsiella, Enterobacter, Citrobacter) Negativo (-): Sin cambios de color (color piel a amarillo pálido)

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19 PRUEBA DE MOVILIDAD PRINCIPIO
A. Determinar si un microorganismo es móvil o inmóvil B. Las bacterias son móviles por medio de flagelos. Los flagelos aparecen sobre todo entre los bacilos; sin embargo, unas pocas formas cocoides son móviles. Las bacterias móviles pueden contener un único flagelo o muchos flagelos y su ubicación varía según las especias bacterianas y las condiciones de cultivo. En ocasiones, las bacterias móviles producen variantes inmóviles que parecen estables y en raras oportunidades revierten a las formas móviles. Los microorganismos inmóviles carecen de flagelos. OBJETIVO A. Incubación: 37°C 1.- Ayudar a diferenciar entre géneros a) Enterobacter de klebsiella (-) b)Vibrio (por lo común +) de Actinobacillus (-) c)Aeromonas media (-) y Aeromonas salmonicida (-) de otras especies de Aeromonas y Plesiomonas shigelloides (+)

20 2.- Ayudar a diferenciar entre especies
a) Escherichia coli aerógena (+) de la variedad anaerógena (inactiva) de E. coli b) Bacillus anthracis (-) y B. mycoides (-) de otras especies de bacillus c) Bordetella bronchiseptica (+) y B. avium (+) de B. parapertussis (-) y B. Pertussis B. Incubación: 22-25°C (temperatura ambiente) 1.- Ayudar a diferenciación entre géneros: Listeria monocytogenes (+) de especies de corynebacterium (por lo común -) 2.- Ayudar a la diferenciacion de especies a) Corynebacterium aquaticum (+)y C. matruchotti (+) de otras especies de corynebacterium (por lo común variable b) Yersinia enterocolitica (+) d otras especies de Yersinia (-) MEDIOS DE CULTIVOS UTILIZADOS MEDIO PARA LA PRUEBA DE MOVILIDAD (SEMISÓLIDO) MIO o SIM

21 INTERPRETACION MACROSCOPICA
Medio para la movilidad 1.- Resultado positivo(móvil): microorganismos móviles que migran desde la línea de siembra y difunden en el medio, lo que produce turbidez. Pueden mostrar estrías de crecimiento velloso 2.- Resultado negativo (inmóvil): crecimiento bacteriano acentuado a la largo de la línea de siembra; el medio que la rodea permanece claro 3.- Medio de control(no inoculado), Medio control: sin crecimiento, el medio permanece claro e incolora

22 PRUEBA DE INDOL PRINCIPIO
Determinar la cantidad de un microorganismo para producir indol a partir de triptófano. OBJETIVO A. Ayudar a la diferenciación entre géneros 1.- Separación se Escherichia coli (+) de los miembros de los géneros klebsiella (por lo común -), Enterobacter (V-), Hafnia (-), Serratia (V-) y una especie de Pantoea, Pagglomerans (-) 2.- Cardiobacterium hominis (+ débil) de Eikenella corrodens (-), de especies de kingella (-) y de suttonella indologenes (-) B. Ayudar en la difernciación de especies junto con otras pruebas bioquímicas 1.- Paenibacillus alvei (+) de otras especies de bacilos 2.- Escherichia coli (+) , E. hermanii (+) y E. fergusonii (+) de E. vulneris (-) y E. blattae (-) 3.- Citrobacter freundii (-) de C. koseri (+) y de C. amalonaticus 4.- Klebsiella oxytoca (+) K. ornithinolytica (+) de otras especies de Klebsiella (V -) 5.- Proteus vulgaris (+), P. Inconstans (+), P. rettgeri (+) de otras especies de Proteus

23 MEDIOS DE CULTIVO EMPLEADOS
MIO, SIM INTERPRETACION A. Positivo (+): en segundos, aparece un anillo rojo (fucsia brillante) en la interface del medio con la porción inferior de la fase alcohólica, sobre el medio. B. Negativo (-): no hay ningún desarrollo de color en la capa de alcohol o parece un anillo turbio C. Variable (+,-): un color anaranjado en la superficie del medio, debido al escatol, un compuesto metilado que puede ser un precursor de formación del indol.

24 Prueba de Voges-Proskauer
Principio Se usa para determinar la capacidad de algunos microorganismos para producir un producto final neutro, acetil-metilcarbinol, a partir de la fermentación de la glucosa Objetivo 1.-Ayuda a la diferenciación de géneros: Klebsiella pneumoniae subesp. pneumoniae (+) y Enterobacter (por lo común +) de Escherichia coli (-). Staphylococcus (por lo comun +) de Micrococcus (-) 2.-Ayuda a la diferenciación de especies: Klebsiella pneumoniae subesp. pneumoniae (+), K. oxytoca (+),K.planticola (+) y K. terrigena (+) de K. pneumoniae subesp. Ozaenae (-) y K.pneumoniae subesp. Rhinoscleromatis (-) 3.- Ayuda a la identificación de: Hafnia alvei: 22-25°C(+);37°C(V) Yersinia enterocolitica: 22-25°C(V, por lo común +), 37°C(-)

25 Listeria monocytogenes(20)
a.- Reactivos Coblentz (+) b.- Reactivo O’Meara (-) 4.- Ambos: rojo de metilo (MR+) y Voges- Proskauer(VP+) Todas las especies de Listeria (MR+/VP+) Brochothrix campestris y B. thermosphacta (ambos MR+/vp+). Medio Utilizado: Medio de Clark y Lubs modificado (Caldo MR/VP) El medio MR/VP comercial es una modificación del medio de Clark y Lubs. Clark y Lubs utilizaron una concentración al 1% de peptona y glucosa, pero una concentración de no menos de 0.5% es el mínimo satisfactorio, de modo que la concentración de iones de hidrógeno limitante no es alcanzada por los microorganismos rojo de metilo negativos. Una concentración de 0.5% de peptona otorga menos color al medio, lo que facilita la interpretación de la reacción.

26 Agregar los reactivos de Voges-Proskauer directamente a una alícuota incubada antes de intentar realizar la interpretación. Reactivos empleados: 3 opciones A.- Reactivos VP de Barritt (2.5ml) B.-Reactivos VP de Coblentz (2ml) C.- Reactivo VP único de O’Meara(modificado) (1ml) Interpretación: VP positivo (+): color rosado-rojo en la superficie del medio (acetoína presente). VP negativo (-): color amarillo en la superficie del medio (igual color que el reactivo). Puede formarse un color cobrizo, pero es un resultado negativo (debido a la reacción de los reactivos cuando se mezclan)

27 NEGATIVO Positivo

28 Prueba de Rojo de Metilo
Principio Probar la capacidad de un microorganismo para producir y mantener estables los productos finales ácidos a partir de la fermentación de la glucosa y para vencer la capacidad buffer del sistema. Esta es una prueba cuantitativa para la producción del ácido (determinación de pH); algunos microorganismos producen mas ácidos que otros. Objetivo Los resultados de rojo de metilo son características valiosas para la identificación de especies bacterianas que producen ácidos fuertes a partir de la glucosa A.-Ayuda a la diferenciación entre géneros o a la diferenciación de especies dentro de un género de la familia Enterobacteriacaea. La prueba de rojo de metilo es parte de la batería de pruebas del IMViV (indol-rojo de metilo-Voges-Proskauer-citrato). 1. Escherichia coli (MR+) de Enterobacter aerogenes (MR-) y Enterobacter cloacae (MR-) 2. Especies de Yersinia (V, variable, por lo común +) de otros bacilos gramnegativos no estéricos (MR-). 3. Diferenciar Edwardsiella ictaluri (MR-) de E. hoshinae (MR+) y E. tarda del biogrupo 1 (MR+)

29 4. Diferenciar Leminorella richardii (MR-) de L.grimontii(MR+).
5. Diferenciar Klebsiella oxytoca y K. pneumoniae subesp. pneumoniae (ambas V, por lo común MR-) y K. terrigena (V) de otras especies o subespecies de Klebsiella (MR+). 6.Budvicia aquatica (MR+) de otros miembros de la familia Enterobacteriacaea con resultados KIA/TSI Ácido/Ácido, HS2. B.- Otros microorganismos que son rojo de metilo positivos. 1. Aerococcus urinae (MR+) de A. viridans (MR-) 2.Todas las especies de Shigella (MR+) 3. Ewingella americana (MR+) 4. Especies de Kluyvera (MR+) 5. Leclercia adecarboxylata (MR+) 6. Especies de Citrobacter (MR+) 7. Buttiauxella agrestis (MR+) C.- Las pruebas de rojo de metilo y Voges-Proskauer se utilizan para ayudar en la identificación de: 1. Aeromonas hydrophila (MR+/VP+) 2. Aeromonas salmonicida subesp.masoucida(MR+/VP+) 3. Aeromonas veronii (MR+/VP+) 4. Especies de Listeria (MR+/VP+) 5. Vibrio metschnikovii(MR+/VP+)

30 Medio de cultivo empleado:
Medio de Clark y Lubs (Caldo rojo de metilo/voges-proskauer, clado MR/VP) Rectivo utilizado: Indicador de pH Rojo de metilo Interpretación: MR positivo (+):el cultivo es suficientemente ácido para permitir que el reactivo rojo de metilo permanezca con un color distintivo rojo brillante, estable (pH4.4), en la superficie del medio. Los microorganismos MR-positivos producen mas ácidos con un pH resultante terminal bajo. Ellos vencen el sistema buffer fosfato y mantienen una acidez en el medio (pH 4.2 o menor) MR negativo (-):color amarillo (pH6) en la superficie del medio Reacción tardía(+/-):el color naranja rojizo indica que el microorganismo produce menos ácido a partir del sustrato de prueba. Continuar la incubación hasta 4 días y repetir la prueba

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32 Fermentación de Hidratos de Carbono
Principio: Determinar la capacidad de un microrganismo para fermentar un hidrato de carbono especifico incorporado en un medio basal y producir acido o acido con gas visible Objetivo: Los patrones de fermentación por lo general son característicos para grupos bacterianos específicos todos enterobacterias, Ayuda en la diferenciación entre géneros Proteus penneri (xilosa A (acido)} de especies de Providencia (xilosa -)

33 Medio Utilizado Caldo Rojo de Fenol con campana de Durham
Los patrones de utilización de los hidratos de carbono pueden ayudar a la diferenciación de muchas especies Grampositivos, Gramnegativos y enterobacteriaceae Staphilococcus aureus, Alcaligenes xylosondans, Kingella kingae (maltosa A) , Escherichia fegusonii, Haemophilus ducreyi (glucosa -) Proteus vulgaris entre otras. Medio Utilizado Caldo Rojo de Fenol con campana de Durham

34 Interpretación: 1. Positivo (A/F) Acido: color amarillo, pH 6,8.
Producción de gas variable (1) Positivo para el gas (a) Aerógeno: CO2+h2 presentes. (b) Burbujas de gas presentes en el tubo de Durham insertado o medio completamente desplazado por el gas que deja una porción incolora en el tubo de Durham. (c) Una única burbuja en el tubo de Durham es significativa; registrar como producción de gas (d) Registrar como producción de acido y gas

35 (2) Negativo para el gas (a) Anaerógeno (b) Ausencia de burbujas de gas y el medio en los tubos de Durham insertados permanece amarillo (c) Registrar como producción de acido solamente 2. Tardío: color anaranjado. Si es inseguro, comparar con un tubo no inoculado y reincubar 3. Negativo a. color rosa rojizo b. peptonas con la resultante alcalinidad, pH 8,4.

36 (-) (+)

37 Lactosa Glucosa Sacarosa Kligler y TSI
PRINCIPIO: Determinar la capacidad de un microrganismo de para atacar un hidrato de carbono especifico en un medio de desarrollo basal con producción de gas o no junto con la determinación de la posible producción de acido sulfhídrico OBJETIVO: La producción de H2S y/o los patrones de fermentación por general son características particulares de grupos bacterianos específicos genero y especies sobre todo en la familia enterobacteriaceae

38 TSI (triple azúcar hierro) y Klinger
Medio Utilizado: TSI (triple azúcar hierro) y Klinger TSI Gracias a su composición es uno de los medio de cultivo más empleados para la diferenciación de enterobacterias según: Fermenten o no glucosa. Fermenten o no lactosa o sacarosa. Produzcan o no ácido sulfhídrico. Produzcan o no gas. Correspondientemente las reacciones sobre agar TSI son: Si la bacteria problema fermenta la glucosa, acidificará el medio haciendo virar a amarillo el indicador en el fondo del tubo, mientras que si no es fermentadora de glucosa, el medio permanecerá de color rojo. Si la bacteria problema fermenta lactosa o sacarosa, acidifica el medio en su superficie volviéndolo de color amarillo, mientras que si no lo es, la superficie del medio continuará de color rojo. Si produce ácido sulfhídrico (debido a la reducción de las sales de hierro), se presentará un ennegrecimiento del tubo. La producción de sulfhídrico y el consiguiente ennegrecimiento pueden impedir ver la fermentación de la glucosa (fondo amarillo), pero este hecho implica directamente que la bacteria es fermentadora de glucosa. Si aparece rotura o desplazamiento del medio, significa que la bacteria es productora de gas. *en el kliger se obtiene los mismos resultados difiere en la ausencia de sacarosa

39 Resultados positivos por ruptura del medio por gas y viraje por cambio de pH

40 Prueba de acido sulfhídrico
Principio: determinar si se ha liberado enzimáticamente acido sulfhídrico gaseoso a partir de los aminoácidos azufrados para producir una reacción coloreada visible, negra en presencia de un sistema indicador de acido sulfhídrico Objetivo: Ayuda a la diferenciación de especies e identificación Bioquímica: La proteolisis de las proteínas produce aminoácidos individuales; ciertas bacterias heterotróficas pueden liberar enzimáticamente el azufre de los diversos aminoácidos azufrados produciendo acido sulfhídrico gaseoso

41 Medio utilizado: KIA, TSI. SIM
Interpretación: A. Positivo(+): Cualquier ennegrecimiento del medio. 1. a lo largo de la línea de siembra. El ennegrecimiento se ve primero donde la fermentación es máxima, a lo largo de la línea de siembra

42 Lisina Determina la capacidad enzimática de un microrganismo de descarboxilar un aminoácido para formar una amina con la resultante alcalina. Lisina descarboxilasa.- 1.-ayuda a la diferenciación entre géneros. Edwardsiella(+) y salmonella (por lo común +) de las especies de citrobacter(-). escherichia coli (+) de las especies de shigella(-). 2.- Ayuda a la diferenciación de las especias. Enterobacter aerogenesis(+) gergoviae(+), Hafnia alvei(+) alvei del biogrupo 1(+) de las otras especies de Enterobacter(-) y Pantoea agglomerans(-). Pseudomonas cepacia(+) y pseudoalcalidenes(+) Klebsiella pneumoniae subesp. rhinoscleromatis(-) y ozaenae(variable) Burkholderia cepacia(+), gladioli(-), mallei(-) y pseudomallei(-).

43 Lisina Hierro Agar -Medio de cultivo utilizado para diferenciar microrganismos, especialmente Salmonella spp., basado en la decarboxilación /desaminación de la lisina y en la producción de ácido sulfhídrico. Fraccionar en cantidades de 4ml.(en tubos de prueba 13*100mm);extremo inferior profundo, con una aguja de inoculación, estriar el pico de flauta corto. y punzar el fondo del medio 2 veces, encubar de 18 a 24 hrs a 35°c Resultados 1-Decarboxilación de la lisina: -Prueba Positiva: Pico violeta /fondo violeta. -Prueba Negativa: Pico violeta /fondo amarillo. 2-Desaminación de la lisina: -Pico rojizo /fondo amarillo. Esto sucede con cepas del género Proteus, Providencia y alguna cepas de Morganella spp. 3-Produccióndeácidosulfhídrico: -Prueba positiva: Ennegrecimiento del medio (especialmente en el límite del pico y fondo)

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45 Ornitina descarboxilasa
1.-Ayuda a la diferenciación entre géneros. Enterobacter(por lo común +) de Klebsiella(-). Morganella morganii de los biogrupos 1 y 2(+) de especies de Providencia(-). 2.-ayuda a la diferenciación de las especies. Salmonella typhi(-), y Salmonella choleraesuis serovariedad gallinarum(-, 24hr)(30) de otras especies de Salmonella(+). Shigella sonnei(+) de otras especies de Shigella(-). Proteus mirabilis(+) de otra especies de Proteus(-). Aeromonas veronii(+) de las otra especies de Aeromonas(-) aisladas con mas frecuencia.

46 MIO Medio Medio usado para la identificación de Enterobacteriaceae en base a su movilidad, actividad de Ornitina descarboxilasa y producción de indol. Resultados 1-Movilidad: Resultado positivo: presencia de turbidez o crecimiento mas allá de la línea de siembra. Resultado negativo: crecimiento solamente en la línea de siembra. 2-Ornitina descarboxilasa: Resultado positivo: color púrpura. Resultado negativo: color amarillo. A veces se puede desarrollar un color violáceo en la superficie del medio. 3-Prueba del indol: La prueba de indol se realiza una vez que se ha determinado la movilidad y la prueba de Ornitina. Resultado positivo: color rojo al agregar el reactivo revelador. Resultado negativo: el color del reactivo revelador permanece incoloro-amarillento.

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48 CASO CLINICO ad/med%20interna/septiembre- octubre%202007/Med%20Int pdf